人体及动物生理学实验.ppt

《人体及动物生理学实验.ppt》由会员分享，可在线阅读，更多相关《人体及动物生理学实验.ppt（194页珍藏版）》请在三一办公上搜索。

1、1,人体及动物生理学实验,2,实验目录,3,实验目录,4,实验一人体及动物生理学实验常用仪器、设备及器械的使用,实验目的、要求、实验报告的书写、实验室规则；常用生理实验技术、生理仪器的使用。,5,生理学实验目的,使学生正确使用生理学的基本实验仪器，初步掌握基本操作技术；使学生了解获得知识的基本方法和初步分析整理实验结果的能力，并借以验证和巩固理论课的某些基本理论。在实验过程中培养学生科学的思维方法、实事求是的科学态度和严谨的学风。通过实验逐步培养学生具有敏锐的观察力和分析能力以及独立思考和解决问题的能力。同时培养学生的创新意识、科学素养和科研能力。通过书写实验报告，提高学生分析、归纳问题及文字

2、报答能力。,6,实验要求,实验前，学生必须认真预习实验指导，了解实验的目的要求、实验设计原理、简要的操作步骤和注意事项，还应复习与本实验有关的理论部分，以提高实验的目的性和主动性，达到进一步巩固有关理论知识的效果。,7,实验中：,应认真听讲，按教师要求进行各项实验操作。仔细观察、认真记录实验中出现的各种生理现象，并对引起生理现象的原因、意义进行分析和思考。实验用器材、物品要摆放整齐，便于操作。注意保持实验桌面的清洁卫生，随时清除污物。实验桌上不得放置与实验无关的物品。爱护仪器和实验动物，注意节约实验材料。不经教师许可，不得动用他人或他组的仪器用品，公用物品在使用完后应放回原处，以免影响他人使用

3、。遵守实验室规则。实验结束前请教师审查实验结果。如有错误，及时补救。未经教师许可，学生不得擅自终止实验或离开实验室。,8,实验后：,应将实验用具整理就绪，放回原处。所有手术器械、手术桌和其它手术用品擦洗干净，仪器用干布擦干净。实验用具如有破损或缺少，及时报告指导教师。做好实验室的清洁卫生工作。按教师要求妥善处理实验动物，不可自行处理。尤其不能将为处死的动物随手丢弃。实验后，关闭水源、电源，经教师允许放可离开实验室。整理实验记录，按教师要求书写实验报告并及时交给教师批阅。如发现不合格要求的经指明问题，退回重写。,9,实验报告的书写,实验报告是对实验的全面总结；是理论联系实际和应用知识的重要环节，

4、是对学生撰写科学论文能力的初步培养，可为今后的科学研究打下良好的基础。实验报告要文字简练、条理清楚、观点明确、字迹清楚，正确使用标点符号。实验报告有一定的格式：内容要求：实验题目、实验目的、实验原理、实验器材、实验步骤、实验结果、分析讨论、结论。重点强调实验结果的处理和分析讨论内容。,10,实验报告有一定的格式：,姓名、班级、指导教师、学号、组别、日期实验序号及实验题目、实验室、室温、气压、湿度、同组人、日期实验题目实验目的 实验原理实验器材实验步骤实验结果 分析及讨论 结论,11,实验结果是实验报告中最为重要的部分，应将实验过程中所观察到的现象经过处理后的原始资料进行真实、正确、详细地描述。

5、有记录曲线的应进行合理的剪切、归类、在实验报告的适当位置进行粘贴，并加以标注和必要的文字说明，如曲线的序号、名称；施加刺激（药物）的标记。有的实验结果是数据，可绘制成图表进行表达。,实验结果,12,图 洋葱液对家兔离体小肠平滑肌收缩活动的影响,13,表1 不同浓度洋葱液对家兔离体小肠平滑肌活动的影响,*p0.05有显著意义；*p0.01有非常显著意义,14,讨论和结论,讨论和结论是实验报告中最具有创造性的工作部分，是学生独立思考、独立工作能力的具体体现，因此应该严肃、认真，不能盲目抄袭书本和他人的实验报告。进行实验结果的讨论，首先要判断实验结果是否为预期的，然后根据已掌握的课堂理论或查阅资料所

6、获得的知识，对实验结果进行有针对性的解释、分析，并指出其生理意义。如果出现和预期的结果相矛盾的地方，也应分析其产生的原因。,15,实验结论,实验结论是从试验结果中进一步归纳出来的一般性、概括性的推理，即对本次实验所能验证的概念、原理或理论的简明总结。结论应与本次实验的目的相呼应。结论的书写要简明扼要，概括性强，不必要再罗列具体的结果，所引用的课外参考资料应注明出处。,16,实验室规则,遵守纪律，因故外出或早退应向老师请假。进实验室必须穿实验服。实验时应严肃认真，不进行与实验无关的活动。实验者必须先熟悉仪器使用要点，仪器损坏或失灵，应请老师修理或调换。违章操作致使仪器损坏者，应按章赔偿。实验器械

7、，用后洗净擦干，如数归还。若有损坏或遗失，应及时报告，酌情赔偿。爱护公物，节约器材、药品和动物。实验物品不得擅自带离实验室。实验结束，将本组实验器材和桌凳收拾干净，将动物尸体及污物投放指定处。实验室由各组轮流打扫，保持整洁。,17,四、生理学实验常用仪器、设备的使用,生理学常用刺激器材及使用方法 1.刺激器（刺激参数刺激强度、时间、频率）2.刺激电极 3.锌铜弓 生理学常用记录器材及使用方法 1.生物机能实验信号采集处理系统(BL-420)P25-26 2.打印机 3.多导生理记录仪 其它：1.万能支台 2.张力换能器 3.血压换能器 4.记滴器,18,生物机能实验信号采集处理系统(BL-42

8、0),掌握开机与关机、实验工作界面进入与退出的操作方法；掌握通道的选择输入方法与不同生理信号的输入方法；掌握选择扫描速度的方法并认清横坐标表示的时间信号；掌握控制扫描开关（开、暂停与停止实验）的方法，并学会保存实验记录、反演记录、剪辑、复制实验结果的方法；学习刺激器参数设置中，各项刺激参数的调节方法与刺激标记的使用方法；学习编辑实验标记的方法；学习生理信号的显示与记录方法。,19,五、生理学实验常用手术台、手术器械的使用方法,1.手术台：兔、狗、鼠,20,2.手术器械的种类及使用（实验指导P4-8）,（1）手术刀：主要用于切开皮肤或脏器。执刀方法-执弓式、执笔式、握持式、反挑式（2）手术剪：主

9、要用于剪皮肤或肌肉等粗软组织。分类：尖头剪、钝头剪，直剪、弯剪，剪毛剪，眼科剪（3）手术镊：主要用于夹持或牵拉切口的皮肤或肌肉组织。分类：分大、中、小、眼科镊，圆头、尖头，直头、弯头，有齿、无齿。持镊姿势：类似于执笔式。（4）金冠剪：可用于剪开皮肤、内脏、肌肉、骨骼及绳线等。持剪姿 势同一般手术剪。（5）毁髓针（6）玻璃分针：专用于分离神经与血管的工具。尖端圆滑，直头或弯头。持玻璃分针的姿势同执笔式。（7）止血钳：直止血钳、弯止血钳（8）其他：持针器、咬骨钳、颅骨钻、缝针、动脉夹等,21,六、生理学实验常用溶液及配制方法,1.常用盐溶液：（P210）生理盐水（两栖类6.57.0、哺乳类）、任氏

10、液、台式液、洛（乐）氏液 2.常用动物麻醉药物剂量和使用方法（P8-10）局部麻醉：0.5%1.0%盐酸普鲁卡因、2%盐酸可卡因全身麻醉：乙醚、2%3%戊巴比妥钠、20%25%氨基甲酸乙酯（乌拉坦）、苯巴比妥钠3.常用抗凝剂的配制：肝素、草酸钠、柠檬酸钠,22,七、动物实验的基本操作技术,1.常用动物的捕捉方法 2.常用动物麻醉方法：静脉注射、腹腔注射、肌肉注射 3.常用动物的固定方法：背位（仰卧位）固定法、腹位（俯卧位）固定法、蛙类固定法 4.常用手术的基本操作（1）手术切口与止血（2）手术结（3）颈部手术（4）腹部手术（5）股部手术5.采血技术,23,坐骨神经腓肠肌标本的制备刺激强度与骨骼

11、肌收缩的关系 骨骼肌单收缩的分析骨骼肌收缩的总和与强直收缩,实验二,24,目的要求,1.学习坐骨神经腓肠肌标本制备方法。2.观察不同的刺激强度和频率与骨骼肌收缩形式之间的关系。,25,腓肠肌由许多肌纤维组成，刺激腓肠肌时，不同的刺激强度会引起肌肉的不同反应。当刺激强度小时，不引起肌肉发生收缩反应，此时的刺激为阈下刺激。当全部肌纤维同时收缩时，则出现最大的收缩反应。这时即使再增大刺激强度，肌肉收缩的力量也不再随之加大。可以引起肌肉发生最大收缩反应的最小刺激强度为最适刺激强度。,实验原理1（刺激强度与骨骼肌收缩的关系）,26,实验原理2（骨骼肌收缩的总和与强直收缩）,给具有兴奋性的肌肉一个短促的阈

12、刺激，肌肉就发生一次迅速的收缩，称为单收缩。若给予两个或两个以上的阈刺激时，可因刺激的频率不同而呈现不同的收缩形式。如果两个或多个刺激的间隔大于该肌肉单收缩的全部时间，则引起波型上互相分开的两个或多个单收缩；若后一个刺激落在前一次收缩的舒张期，就会形成两个或多个单收缩不同程度的总合，其收缩幅度比单收缩高。在一定范围内，刺激间隔越小，收缩幅度就越高，称为复合收缩。若多个刺激引起波型呈锯齿状的收缩曲线，称不完全强直收缩，若多个刺激间隔进一步缩小，使后一个刺激落在前一个收缩的收缩期内，肌肉就处于完全持久的收缩状态，产生一个没有舒张期的持续的收缩曲线，叫做完全强直收缩。,27,实验器材,1.药品与器材

13、 任氏液。蛙板，玻璃板，蛙类手术器械1套(粗剪刀、组织剪、眼科剪各1把，大、小镊子各1把，探针1根，玻璃分针2根)，培养皿，锌铜弓，丝线，图钉，污物缸，肌动器，张力换能器；BL-420生物机能实验系统。2.实验对象 蟾蜍。,28,方法步骤 1.制备坐骨神经腓肠肌标本破坏脑和脊髓-图A 剪去躯干上部及内脏-图B 剥皮、洗手及器械、分离两腿 制作坐骨神经腓肠肌标本-图C.D用锌铜弓检查标本兴奋性,A,B,C,D,29,2.将标本固定在肌动器内，连接张力换能器。3.打开电脑，进入BL-420生物机能实验系统。实验项目神经肌肉实验 刺激强度与反应的关系 骨骼肌单收缩的分析 骨骼肌收缩的总和与强直收缩,

14、30,31,32,刺激强度与反应的关系,打开实验项目选择，进入刺激强度与反应的关系项目调节刺激装置的设置启动波形显示图标,33,骨骼肌单收缩的分析,选用单刺激方式，调节刺激强度，使肌肉收缩幅度适中 将实验用通道的扫描速度调快，启动刺激开关。当显示通道出现一个单收缩曲线时，立即点击暂停图标 测量单收缩的三个时程：潜伏期、收缩期和舒张期。,34,骨骼肌收缩的总和与强直收缩（刺激频率与反应的关系）,打开实验项目选择，进入刺激频率与反应的关系项目 调节刺激装置的设置 启动波形显示图标,35,结果 1.刺激强度与反应的关系（阈下刺激、阈刺激、遇上刺激、最大刺激）,36,2.骨骼肌的单收缩,图 骨骼肌单收

15、缩的分析,37,3.单收缩、不完全强直收缩、完全强直收缩,38,图 刺激频率与反应的关系,39,注意事项1.实验过程中经常用任氏液湿润标本，以防干燥。2.股骨不可保留过短，否则标本不好固定。3.分离神经须用玻璃分针，不能用金属器械。4.避免过长时间地连续刺激标本，以防标本疲劳。,40,思考题,1.为什么要用任氏液湿润标本？2.锌铜弓为什么能够检验神经肌肉的兴奋性？,41,坐骨神经干标本的制备神经干复合动作电位的引导、传导速度的测定,实验三,42,目的要求,学习蛙坐骨神经干标本的制备。观察坐骨神经干复合动作电位的波形，并了解其产生的基本原理。了解动作电位在神经干上的传导，学习测定其传导速度测定的

16、方法。,43,实验原理1,神经干在受到有效刺激后，可以产生动作电位，标志着神经发生兴奋。如果在神经干另一端引导传来的兴奋冲动，可以引导出双向的动作电位，如在两个引导电极之间将神经麻醉或损坏，则引导出动作电位即为单向动作电位。神经细胞的动作电位是以“全或无”的方式发生的。坐骨神经干是由很多不同类型的神经纤维组成的，所以，神经干的动作电位是复合动作电位。复合动作电位的幅值在一定刺激强度下是随刺激强度的变化而变化的。,44,图 神经干双相动作电位,45,双相动作电位,46,实验原理2,神经干受到有效刺激兴奋以后，产生的动作电位以脉冲的形式按一定的速度向远处扩布传导。不同类型的纤维其传导兴奋的速度是各

17、不相同的。测定神经纤维上兴奋的传导速度(v)，在远离刺激点的不同距离处分别引导其动作电位，两引导点之间的距离为S，在两引导点分别引导出的动作电位的时相差为t。再按照公式即可计算其传导速度：v=s/t,47,动作电位传导速度的测定,+,S,t,刺激器,输入通道,R1-Rr1+R2-R2+,48,图 神经冲动传导速度的测定,49,实验器材,1.仪器与材料：生物信号处理系统、解剖针、手术剪、眼科剪、圆头手术镊、尖头手术镊、玻璃分针、神经屏蔽盒及连接导线，棉花、蛙板、烧杯。2.药品：任氏液3.动物：蟾蜍,50,51,52,方法步骤,1.坐骨神经干标本的制备 毁脑脊髓 剪除躯干上部及内脏 剥皮（之后洗净

18、双手和用过的全部手术器械）完成坐骨神经标本 分离两腿游离坐骨神经 完成坐骨神经标本,53,图 蛙坐骨神经干标本,54,神经干标本盒刺激电极与生物信号处理系统的刺激输出相连。神经干标本盒两对引导电极分别接微机生物信号处理系统1、2通道。,RM6240C微机生物信号处理系统,神经干标本盒。,S+S-E R1-R1+R2-R2+,2.连接实验装置,55,3.实验观察,打开电脑，进入生物机能实验系统。实验项目神经肌肉实验 神经干动作电位记录与观察 双相动作电位的观察 仪器参数：1、2通道时间常数0.02s、滤波频率1KHz、灵敏度5mV，采样频率：100KHz，扫描速度：0.2ms/div。刺激方式：

19、单刺激，刺激幅度1.0V，刺激波宽0.1ms，延迟2ms，同步触发。测定神经干动作电位的传导速度。,56,图 神经干双相动作电位,实验结果,1.神经干双相动作电位,57,图 神经冲动传导速度的测定,2.神经冲动传导速度的测定,58,注意事项,标本剥制过程，尽量减少神经的损伤；刺激参数设置要合理，过大会损毁神经。双刺激的参数要一致。,59,结果,观察和记录神经干动作电位并对其产生原理进行分析；测出动作电位传导的速度,60,解释在一定范围内神经干动作电位的振幅随刺激强度而改变，是否与单个神经纤维动作电位的“全”或“无”定律相矛盾？,思考题,61,实验四,血细胞计数红细胞溶解,62,目的与要求,1.

20、掌握红细胞和白细胞人工计数的方法和原理。2.学习测定红细胞渗透脆性的方法，理解细胞外液渗透压对维持细胞正常形态与功能的重要性。3.观察红细胞溶血现象,63,实验原理,将一定量的血液经一定倍数的等渗盐水稀释后，置于血细胞计数板的计数室内，计数一定容积溶液内的红细胞或白细胞，然后再推算出1立方毫米或1L血液内的各种细胞数。红细胞在高渗氯化钠溶液中，会失去水分发生皱缩；在低渗氯化钠溶液中，会因过多水分进入红细胞而膨胀，甚至破裂，使血红蛋白释出，此即红细胞溶解。红细胞对低渗溶液具有不同的抵抗力，这种抵抗力与红细胞表面积/体积有关，也即红细胞有不同的渗透脆性，表面积/体积比值小者抵抗力小(渗透脆性大)；

21、反之，抵抗力大（渗透脆性小）。,64,实验器材,1.仪器与材料：显微镜，血细胞计数板，盖玻片，一次性定量毛细取血管（10l、20l），消毒棉球，擦镜纸，5ml小试管（12支），试管架，移液管（1ml及2ml），滴管，玻璃棒，细耳球。2.药品：红细胞稀释液、白细胞稀释液，蒸馏水，171mmol/L氯化钠溶液，肝素钠。3.动物：家兔,65,方法步骤,1.血细胞的计数采血及稀释 红细胞：2.00ml稀释液+0.01ml血液 稀释倍数：200 白细胞：0.38ml稀释液+0.02ml血液 稀释倍数：20清洗计数板并熟悉计数板及计数室的结构计数方法 稀释血液滴入计数室后，须静置23分钟，然后低倍镜下计数

22、 计数时应循一定的路径以免遗漏或重复。对于分布在划线上的血细胞，依照“数上不数下，数左不数右”的原则进行计数 计算：,66,67,68,2.红细胞溶血渗透脆性的测定,取小试管10支，编号后，按下表制成不同浓度的NaCl 溶液。向每一试管中各加一滴血，混匀（切勿用力震荡），室温下放置2小时后观察结果 观察结果：,69,实验结果,1.记录5个中方格中红细胞数，并根据公式换算出每立方毫米血液中红细胞数。红细胞数/mm3=5个中格红细胞数100002.记录四个大方格中白细胞数，并根据公式换算出每立方毫米血液中白细胞数。白细胞数/mm3=4个大方格白细胞数503.仔细观察各小试管中上下溶液的颜色、透明度

23、等，根据现象判断出红细胞的最小抵抗和最大抵抗的氯化钠溶液浓度并记录。,70,注意事项,1.血液加入试管后，须充分摇匀，但动作要轻。2.计数室内细胞分布要均匀。红细胞：各中方格间数目相差不超过20个；白细胞：各大方格间数目相差不超过8个。3.混悬液滴入计数室时，液量要适当。4.所用吸管、试管、计数板等必须十分干净。,71,作业,1.计算结果，并分析哪些因素可能会影响血细胞计数的准确性？2.判断红细胞最大脆性和最小脆性，并结合实验现象说明根据？,72,实验五,血红蛋白含量测定ABO血型鉴定,73,目的要求,1.掌握测定血红蛋白含量的基本方法 比色法 2.学习鉴定血型的基本方法。3.观察红细胞凝集现

24、象，掌握ABO血型鉴定的原理。,74,实验原理1,测定血红蛋白量的方法很多，常用比色法。比色法即沙利氏比色法。其原理是在一定量血液中加入少许盐酸，酸不仅使红细胞膜破坏，而且使原来位于红细胞的亚铁血红素转变成高铁血红素（酸化血红素），后者呈较稳定的棕色。将其用蒸馏水稀释后与血红蛋白测定计的标准色进行目测比色，即得每100ml血液所含的血红蛋白克数或百分率。,75,血型通常是指红细胞的血型，是根据存在于红细胞膜外表面的特异性抗原(镶嵌于红细胞膜上的特异性糖蛋白)来确定的，这种抗原或称凝集原是由遗传基因决定的。血清中的抗体或称凝集素，可与红细胞膜上不同的相应抗原结合，产生凝集反应，最后发生红细胞溶解

25、。由于这种现象在临床上在输血前必须进行血型鉴定，以确保安全输血。在血型系统中最重要的是ABO血型系统，其次为Rh系统。,实验原理2,76,ABO血型鉴定原理,据受试者红细胞上是否含有凝集原和所含凝集原种类的不同，可将血型分为A、B、AB和 O四种基本血型。见下表：,77,仪器与材料,血红蛋白计、0.1mol/L盐酸溶液、一次性20l定量毛细取血管、滴管、玻璃棒、蒸馏水、家兔显微镜、载玻片、一次性刺血针、消毒牙签、玻璃棒、镊子、标准血清（A、B、O型）、生理盐水、75%酒精棉球、,78,方法与步骤,（一）血红蛋白测定1.熟悉血红蛋白计的组成及结构2.取0.1mol/L盐酸至血红蛋白稀释管的刻度1

26、0处（用百分率计算的那一侧刻度值）。3.用一次性毛细取血管吸血至刻度20l，并将其注入血红蛋白稀释管的盐酸液内，反复洗涤吸管多次，摇匀放置十分钟，使盐酸与红细胞及其内部的血红蛋白充分作用。4.比色：将稀释管插入标准比色架两色柱中央的空格中，并用滴管向稀释试管内逐滴加入蒸馏水并及时混匀，直至颜色与标准玻璃的色柱的颜色相同为止，此时稀释管上液面的读数即100ml血液中血红蛋白的克数。,79,（二）ABO血型鉴定,1.取一载玻片，并在左中右位置上方用蜡笔依次注上A、B和AB字样。2.用滴管分别依次吸抗A血清、抗B 血清和抗AB血清各一滴，分别滴在载玻片A、B和AB的下方。3.采血：常规消毒，穿刺采血

27、部位并采血。4.将血液分别与抗A血清、抗B血清和抗AB血清混匀，在室温下静止数分钟后观察凝集结果。,80,观察结果：,81,注意事项,1.一定要准确掌握进入稀释管内的血液量（20l）。2.蒸馏水需逐滴加入，多做几次比色，以免稀释过量。3.凝血现象的观察需一定的的时间，必要时需在显微镜下观察。,82,作业,1.得出实验结果，并分析哪些因素可能会影响血红蛋白数量的准确性？2.判断你的血型，并说出你的根据？,83,实验六,蛙心起搏点的观察、期前收缩与代偿间歇,84,目的要求,1.学习暴露蛙类心脏的方法，熟悉心脏结构。2.观察心脏起搏点以及各部分的自律性高低和心脏的兴奋性传导顺序。3.学习在体蟾蜍心跳

28、曲线的记录方法。4.观察心室在收缩活动的不同时期对额外刺激的反应。5.了解期前收缩与代偿间歇产生的原因。,85,实验原理,1.两栖类动物的心脏为两心房、一心室，心脏的起搏点是静脉窦。静脉窦的自动节律最高，心房次之，心室最低。正常情况下，心脏的活动节律服从静脉窦的节律，其活动顺序为：静脉窦、心房、心室。两栖类动物的心脏解剖2.斯氏结扎：3.心肌细胞的生理特点是具有兴奋性、自律性、传导性、收缩性。心肌细胞兴奋性的最大特点是有效不应期特别长（收缩期，舒张早期）,86,87,88,实验器材,1.器材：生物信号处理系统，张力换能器，刺激电极，蛙类手术器械，蛙心夹，丝线，万能支架2.药品：任氏液3.动物：

29、蟾蜍,89,方法步骤,（一）蛙心起搏点的观察（看录像）1.破坏脑脊髓。2.仰卧位固定于蛙板上。3.打开胸腔暴露心脏，观察心脏的结构。4.斯氏结扎，记录结果。,表 斯氏结扎后各部位波动频率（次/分钟）,90,91,图 蟾蜍心脏的背面观和腹面观,92,1.破坏脑脊髓 2.仰卧位固定于蛙板上。3.打开胸腔暴露心脏4.蛙心夹于心脏舒张期夹住心尖 5.连接实验装置，如图6.选择合适的刺激强度；分别在心室舒张的早期、中期和晚期给予单个刺激，观察心跳曲线的变化。,（二）蟾蜍心室的期前收缩与代偿间歇,93,94,实验结果,95,96,97,1.蟾蜍毁髓时要彻底。2.实验过程中，应经常用任氏液湿润心脏。3.刺激

30、电极要与心室肌接触良好，应避免短路。4.心跳曲线的上升支应代表心室收缩，下降支代表心室舒张，如相反则应将换能器倒向。5.先用刺激电极刺激蟾蜍的腹壁肌肉，以检测强度是否适宜。,注意事项,98,思考题,1.正常情况下，为什么静脉窦是蟾蜍心脏的起搏点？它对潜在起搏点如何控制？2.每次结扎后会出现什么现象，为什么？3.如何证实心肌有较长的不应期？心肌的较长不应期有何生理意义？4.期前收缩后一定出现代偿间歇吗？为什么？5.代偿间歇是怎样产生的？6.为何心肌有期前收缩而骨骼肌不会出现？,99,实验七蛙类离体心脏灌流,100,目的要求,1.学习斯氏离体蛙心灌流法。2.了解心肌的生理特性 3.观察钠离子、钾离

31、子、钙离子及肾上腺素（Adr）、乙酰胆碱（Ach）等对离体心脏活动的影响。,101,实验原理,心脏具有自动节律性收缩的特性，可用人工灌流的方法，研究心脏活动的规律及特点；还可观察灌流液成分的改变对离体心脏活动的影响。心肌细胞生理特性表现为：兴奋性、传导性和自动节律性、收缩性。,102,心肌细胞电生理特性产生的离子基础1心肌的兴奋性（1）静息电位水平-细胞外K+浓度改变：高K+：致细胞内外K+浓度梯度减小，静息电位水平降低，动作电位幅度减小，兴奋性增大。低K+：细胞外K+降低致细胞内外K+浓度梯度增大，静息电位绝对值增大，膜呈超极化状态，兴奋性降低。（2）Na+通道的性状-与其兴奋时兴奋性周期性

32、变化有关。,103,2.心肌的传导性主要取决于动作电位0期去极化的速度和幅度（Na+和Ca2+）可能的解释是：强的局部电流扩布的距离大，可以使距兴奋部位更远的下游部位受到局部电流的刺激而兴奋，故兴奋的传导较快。,104,3.心肌的自动节律性（1）最大复极化电位水平-复极3期K+外流增加，导致最大复极化电位绝对值增大，自率性减慢。（2）4期自动除极速度-递减性K+外流；进行性增强的内向离子流（主要为Na+）（取决于窦房结P细胞的自动去极化电位）4.心肌收缩性：依赖细胞外Ca2+浓度。,105,仪器与材料,1.动物：蟾蜍。2.器械：斯氏蛙心套管、套管夹、支架、双凹夹、滑轮、烧杯、常用手术器械、蛙板

33、、蛙心夹、计算机采集系统、张力传感器、滴管、培养皿（或小烧杯）、污物缸、纱布、棉线、3.药品：任氏液、0.65%NaCl、5%NaCl、2%CaCl2、1%KCl、1：5000肾上腺素、1：10000乙酰胆碱、300U/ml肝素。,106,方法与步骤,1.连接实验装置：2.离体蛙心的制备 斯氏蛙心插管法，将插好离体心脏的套管固定在支架上，并与张力换能器相连3.启动生物信号采集处理系统实验项目蛙心灌流 开始实验,107,4.实验观察,记录正常心搏曲线。改用0.65%NaCl溶液灌流，并做好加药标记，观察心搏变化。待曲线出现明显变化时，立即吸去套管中的灌流液，同时做好冲洗标记，并用新鲜任氏液清洗2

34、3次，待心搏恢复正常。向套管内加26滴5%NaCl溶液，做好加药记号，观察心搏曲线的频率及振幅变化。当曲线出现明显变化时，应立即吸去套管中的灌流液，同时做好冲洗标记，并用新鲜任氏液清洗23次，待心搏恢复正常。,108,同法向套管内加入13滴2%CaCl2溶液，观察并记录心搏曲线的变化。当出现明显变化时，立即更换任氏液，待心搏恢复正常（如果恢复迟缓，可多次冲洗）。向套管中加12滴1%KCl溶液，记录心搏曲线的变化。当心搏曲线变化时，用同法更换灌流液，待心搏恢复正常。,109,同法记录套管中加入12滴的1：5000肾上腺素后心搏曲线的变化。同法记录套管中加入12滴的1：10000乙酰胆碱后心搏曲线

35、的变化。5.整理记录,110,注意事项：1.换液时切勿碰套管，以免影响描记曲线的基线，同时保持灌流液面一致。,111,实验八,人体动脉血压测定;心音听诊;呼吸通气量的测定,112,目的要求,1.学习并掌握间接测量人体血压的原理和方法，观察某些因素对动脉血压的影响。2.学习心音听诊的方法，识别第一心音与第二心音。3.掌握呼吸通气量的测定方法。,113,实验原理1,通常血液在血管内流动时并没有声音，但当外加压力使血管变窄形成血液涡流时，则可发生声音（血管音）。因此，可以根据血管音的变化来测量动脉血压。测定人体动脉血压最常用的方法是使用血压及间接测压。测压时，用压脉带在手臂或手腕（腕式血压计）加压，

36、当外界压力超过动脉的收缩压时，动脉血流完全被阻断，此时在动脉处听不到任何声音。当外加压力等于或稍低于动脉内的收缩压而高于舒张压时，则在心脏收缩时，动脉内可有少量的血流通过，而心室舒张时却无血流通过。血液断续的通过血管时，会发出声音。故恰好可以完全阻断血流的最小外加压力（即发生第一次声音时的压力）相当于收缩压。当外加压力等于或小于舒张压时，血管内的血流连续通过，所发出的音调会突然降低或消失。在心脏舒张时有少许血流通过的最大管外压力（即音调突然降低时的压力）相当于舒张压。,114,实验原理2,心音是由心脏瓣膜关闭和心肌收缩引起的振动所产生的声音用听诊器在胸膛前听诊,在每一心动周期内可以听到两个心音

37、。第一心音：音调较低(低频为2540次/S)而历时较长（0.12s），声音较响，是由房室瓣关闭和心肌收缩振动所产生的。由于房室瓣的关闭与心室收缩开始几乎同时发生，因此第一心音是心室收缩的标志，其响度和性质变化，常可反映心室肌收缩强、弱和房室瓣膜的机能状态。第二心音：生调较低（音频为50次/S）而历时较短（0.08s），较清脆，主要是由半月瓣关闭产生振动造成的。由于半月瓣关闭与心室舒张几乎同时发生，因此，第二心音是心室舒张的标志，其响度常可反映动脉压得高低。,115,实验原理3,人的性别、年龄及运动情况都会产生不同的呼吸气量。正常安静状态下每次呼吸的气量约500ml，称超气量。人可以在正常吸入空

38、气以后，再用力吸入更多的气体；而在正常呼气之后，也能再用力呼气，本实验就是测量这些呼吸气量的变化。,116,实验器材,血压计、听诊器、单筒肺量计、橡皮接口、75%酒精、酒精棉球。,117,方法及步骤,（一）人体动脉血压测量1.受试者脱左臂衣袖，心脏与血压计零点同一水平。静坐5min，放松肢体，平稳呼吸，稳定情绪。2.松开打气球上的螺丝，将压脉带内空气完全放出，再将螺丝扭紧。,118,3.将压脉带裹于左上臂，其下缘应在肘关节上约3cm处，松紧应适宜。受试者手掌向上平放于台上，压脉带应与心脏同一水平（如右图）。4.在肘窝部找到动脉搏动处，左手持听诊器的胸具置于其上。注意：不可用力下压。,119,5

39、.听取血管音变化右手持打气球，向压脉带打气加压，此时注意倾听声音变化，在声音消失后再加压30mmHg，然后扭开打气球之螺丝，缓慢放气（切勿过快），此时可听到血管音的一系列变化，声音从无到有，由低而高，而后突然变低，最后完全消失。然后扭紧打气球螺丝继续打气加压，反复听取声音变化23次。6.测量动脉血压重复上一操作，同时注意检压计之水银柱和声音变化。在徐徐放气减压时，第一次听到血管音的水银柱高度即代表收缩压。在血管音突然由强变弱时的水银柱高度即代表舒张压，记下测定数值后，将压脉带内的空气放尽，使压力降至零。,120,7.重复测量23次，记录测压平均值。8呼吸对血压的影响：让受试者作缓慢的深呼吸1m

40、in，而后即刻测量其血压。9运动对血压的影响让受试者作原地蹲起运动，1min内完成5060次，共做1min。运动后立即坐下，并将变化最大的血压数值记下。10冷刺激对血压的影响：令受试者的手浸入冷水中1min，测量血压。,121,（二）心音听诊,1.受试者安静端坐，胸部裸露。2.检查者带好听诊器，注意听诊器的耳具应与外耳 道开都的方向一致（向前）。以右手的食指、拇 指和中指轻持听诊器胸具紧贴于胸部皮肤上，依 次由左房室瓣听诊区主动脉瓣听诊区肺 动脉瓣听诊区右房室瓣听诊区，仔细听取 心音，注意区分两心音。如难以区分两心音，可 同时触诊心尖搏动或颈动脉脉搏，此时出现的心 音即为第一心音。,122,临

41、床常用的心音听诊区,123,（三）呼吸通气量的测定,1.仪器准备单筒肺量计（图54）的主要部件有：（1）测量装置由两个对口套装的圆筒构成。外筒口向上，筒内有3根通气管。内筒又称浮筒，当外商灌满水后，通过吹气口向通气管内充气时，内筒可以上浮。根据筒内气体增加的容积，可测出吹入气体的量。（2）记录装置浮筒顶端有根吊线，浮筒内容积的变化可以牵动吊线，而吊线的活动又可通过记录笔描记到记录纸上，可以根据需要选择走纸速度，描记出呼吸气量的曲线。,124,（3）通气管共3根，开口于浮筒底部。一根是充O2管，可与外界气体相通（图54氧气接头），用以调节浮筒内气体成分。另外两个通气管分别装有钠石灰和鼓风机（用于

42、吸去CO2和推动气流），与吹气口三通管相通。测量前先将外筒装水至水位表要求的刻度。开放氧气接头，使筒内装有一定量空气，然后关闭氧气口。转动三通管的开关，关闭肺量计，检查是否漏气。打开电源开关，准备好描笔及记录纸。将描笔调节到记录鼓的中部位置上。,125,2肺通气功能的测定方法受试者将消毒橡皮接口连到三通管上，然后用牙齿咬住接口的两条根，而将橡皮口片置于口腔前庭，用鼻夹夹鼻。转动三通开关，用口平静呼吸外界空气，练习口呼吸数分钟。转动三通开关，打开肺量计，再开慢速走纸挡开关，启动记录键，即可测量并记录呼吸气量的变化。3潮气量的测量每次平静呼吸时吸入和呼出空气的容量，约500ml。进行这项测量时，不

43、要用力呼吸。记录气量并重复测3次。然后计算平均潮气量，填入表51。,126,4.补吸气量测量正常吸气之后再用力吸入空气的容量，约2800ml。正常呼吸23次后尽量深吸气，跟着呼入肺量计内，只是到肋骨复位的正常呼气，不要用力，记录其气量并重复3次。用测量得出的数字减去潮气量即为补吸气量，然后计算平均补吸气量。5.补呼气量测量正常呼气之后再用力呼气的气量，约1000ml。正常呼吸23次后用力呼气。重复3次，计算平均补呼气量。6.肺活量测量肺内全部可交换气体（即潮气+补吸气+补呼气）约4500ml。正常呼吸23次后深吸气和呼气，记录气量，并重复3次。7.用下列公式计算每分钟呼吸通气量。潮气呼吸次数/

44、min=每分钟呼吸通气量（ml/min）。,127,实验九家兔动脉血压的神经、体液调节,128,目的要求,学习直接测定家兔动脉血压的急性实验方法观察神经、体液因素对心血管活动的影响。,129,实验原理,在正常生理情况下，人和高等动物的动脉血压是相对稳定的。这种相对稳定性是通过神经和体液因素的调节而实现的，其中以颈动脉窦-主动脉弓减压反射尤为重要。此反射既可在血压升高时降压，又可在血压降低时升压，故有血压缓冲反射之称。家兔的减压神经在解剖上独成一支，易于分离和观察其作用，为实验提供了有利条件。,130,本实验是应用液导系统直接测定动脉血压的。即由动脉套管、输液管及水银检压计相互连通，其内充满抗凝

45、液体，构成液导系统。将动脉套管插入动脉内，动脉内的压力及其变化，可通过密闭的液导系统传递压力，反映在水银检压计上，由水银面的上下活动记录血压波动曲线。此外，也可通过压力换能器将压力变化转换为电信号，间接地用生理记录仪记录。,实验原理,131,实验器材,1.仪器与材料：BL-420生物机能实验系统，压力传感器，动脉插管，气管插管，兔手术台，三通管，动脉夹，注射器，保护电极，常规手术器械，止血钳，纱布，棉球等。2.药品：25氨基甲酸乙酯，生理盐水，1：5000肾上腺素，1：10000乙酰胆碱 5%肝素3.动物：家兔,132,方法步骤,1.称重、麻醉、固定：25氨基甲酸乙酯4mL/kg(理论估计值)

46、由耳缘静脉缓慢注入，观察麻醉指征。背交叉固定2.颈部手术：a.剪毛，气管插管 b.分离右侧颈部迷走神经，减压神经 c.分离双侧颈总动脉 d.左侧颈总动脉插管，先结扎远心端，在近心端夹动脉夹，向近心端插入动脉插管。,133,3.观察项目a.正常血压曲线，向上为血压升高，向下为血压降低。b.用动脉夹夹闭右侧颈总动脉30s c.电刺激右侧主动脉神经（减压神经），观察d.结扎右侧主动脉神经，并剪断，分别刺激中枢端和外周端，观察e.结扎右侧迷走神经，并剪断，观察f.电刺激右侧迷走神经外周端，观察g.耳缘静脉注射1:5000肾上腺素0.10.3mLh.耳缘静脉注射1:10000乙酰胆碱,134,注意事项,

47、1.一项实验后，须待血压基本恢复后再进行下一项实验。2.随时注意动脉套管的位置，特别是动物挣扎时，避免扭转插管阻塞血流或戳穿血管。3.随时注意动物麻醉的深度，如实验时间过长，动物经常挣扎，可补注少量麻醉剂。4.刺激神经之前，应先检查是否有刺激电流输出。5.神经需刺激时才拉出，不要一直由保护电极勾住，防止神经干燥。,135,作业 分析每一实验观察项目引起血压变化的机制。,136,实验十家兔呼吸运动的调节,137,目的要求,1.学习记录家兔呼吸运动的方法。2.观察并分析肺牵张反射及不同因素对呼吸运动的影响,138,实验原理,人体及高等动物的呼吸运动所以能维持地、纪律性地进行，是由于体内调节机制的存

48、在。体内、外的各种刺激，可以直接作用于中枢或不同部位的感受器，反射性地影响呼吸运动，以适应机体代谢的需要。肺的牵张反射参与呼吸节律的调节。,139,实验器材,1.仪器与材料 BL-420E生物机能实验系统，兔体手术台、哺乳类动物手术器械、气管插管、50cm的橡皮管、缝合针、张力换能器、20ml注射器2.药品 25氨基甲酸乙酯、生理盐水3.动物 健康家兔，体重2-3Kg,140,方法步骤,（一）手术操作 1.称重、麻醉、固定 2.颈部手术，气管插管，分离双侧迷走神经，3.剑突部位剪毛，将连接换能器的缝合针，固定于剑突处。（二）仪器连接,141,（三）实验观察项目,1.描记正常呼吸曲线（频率，幅度

49、）2.增加解剖无效腔 3.增加气道阻力对呼吸运动的影响 4.肺牵张反射 5.同时结扎双侧迷走神经，观察结扎前后呼吸运动曲线的变化，6.重复实验4。7.剪断双侧迷走神经，分别电刺激中枢端和外周端，观察呼吸运动曲线的变化。,142,注意事项,1.气管插管时，注意防止切口出血过多，避免吸入肺影响肺通气。2.每项实验均要有正常呼吸曲线作为前后对照,143,实验十一家兔离体肠段平滑肌的生理特性,144,目的要求,1.学习离体肠段平滑肌的试验方法。2.了解肠段平滑肌的生理特性。,145,实验原理,哺乳动物消化管平滑肌具有肌肉组织共有的特性，如兴奋性、传导性和收缩性等。但消化管平滑肌又有其特点，即兴奋性较低

50、，收缩缓慢，富有伸展性，具有紧张性、自动节律性，对化学、温度和机械牵张刺激较敏感。这些特性可维持消化管内一定压力，保持胃肠等一定的形态和位置，适合于消化管内容物的理化变化，在体内受中枢神经系统和体液因素的调节。将离体组织器官置于模拟体内环境的溶液中，可以在一定时间内保持其功能。本实验以台氏液作灌流液，在体外观察及记录哺乳动物离体肠断的一般生理特性。,146,实验器材,1.仪器与材料：BL-420E生物机能实验系统，兔体手术台、哺乳类动物手术器械、恒温平滑肌槽，烧杯（500ml 3个、100ml 1个）、20ml注射器、张力传感器、温度计（2支）2.药品：台氏液、肾上腺素（1:10000）、乙酰