《高级植物生理》PPT课件.ppt

《《高级植物生理》PPT课件.ppt》由会员分享，可在线阅读，更多相关《《高级植物生理》PPT课件.ppt（223页珍藏版）》请在三一办公上搜索。

1、第二讲 光合作用生态生理 EcoPhysiology of photosynthesis,主讲：赵会杰,第一章 光合作用机理进展,地球上生命活动的能量，基本上都是依赖于太阳能，光合作用是最主要的能将太阳能固定的生命过程。可以说，通过光合作用的反应系统，利用自然界最丰富而廉价的资源CO2和H2O提供了我们所需的有机物。从光能吸收到碳水化合物形成，有50多个中间步骤。直接发生在光合膜上、由光驱动的反应，叫做光反应；而不依赖于光，由酶催化的反应叫做暗（碳）反应。研究对象：从分子水平的激发态到植物群体；研究课题：从光的吸收到生态系统；时间跨度：从飞秒(fs)到世纪。（s,ms,s,ns,ps,fs）,

2、一、光反应同化力形成,（一）光能的吸收与传递 叶绿素的卟啉环上具有很多共轭双键，正是这些共轭双键能够吸收可见光（400700nm）。最稳定的价电子处于基态，能量最低。当光量子被一个基态的电子吸收，光量子的能量就被加到电子上，电子跃迁为能级较高的激发态。对于可见光，电子跃迁时间为1015s.,1、叶绿素激发与去激,2、色素之间的能量传递 共振传递：在色素系统中，一个色素分子吸收光能被激发后，其中高能电子的振动会引起附近另一个分子中某个电子的振动(共振)，当第二个分子电子振动被诱导起来，就发生了电子激发能量的传递，第一个分子中原来被激发的电子便停止振动，而第二个分子中被诱导的电子则变为激发态，第二

3、个分子又能以同样的方式激发第三个、第四个分子。这种依靠电子振动在分子间传递能量的方式就称为“共振传递”。,激子传递：激子通常是指非金属晶体中由电子激发的量子（激子是能量和动量相同的分子共有的电子激发态）。它能转移能量但不能转移电荷。其能量传递效率决定于两个分子间的作用矩阵。在由相同分子组成的聚光色素系统中，其中一个色素分子受光激发后，高能电子在返回原来轨道时也会发出激子，此激子能使相邻色素分子激发，即把激发能传递给了相邻色素分子，激发的电子可以相同的方式再发出激子，并被另一色素分子吸收，这种在相同分子内依靠激子传递来转移能量的方式称为激子传递。,天线色素吸收的光能，经过色素间的一系列传递，汇集

4、到反应中心，在那里引起光化学反应。,（二）原初光化学反应 原初反应是光合作用中将光能转化为化学能的最初步骤，其反应非常快，在fsps之间。反应部位：光合膜（反应中心）,（三）叶绿体电子传递,1、光合电子传递的顺序,（1）两个光系统 红降现象：双光增益效应：,PSII和PSI：PSII：P680核心、捕光色素蛋白复合体(LHCII)、放氧复合体（OEC）PSI:P700核心、LHCI,（2）Z链（Z schem）,2、电子传递体在类囊体膜上的分布,类囊体膜上存在4中蛋白复合体：PSII复合体：PSII-：基粒中央 PSII-：间质片层 Cytb/f复合体：基粒垛叠区、基粒末端与边缘 PSI复合体

5、：PSI-：基粒外周 PSI-：间质片层 ATP酶复合体（CF,coupling factor）：CF1:位于膜表面，起催化作用，ADP+Pi ATP CFo:插入膜内，提供H+通道,OEC（放氧复合体）：膜内表面P680的原初电子供体：位于膜内侧，原初电子受体 位于膜外测。PQ：可以在膜的疏水区移动。P700的电子供体（PC）位于膜内表面，受体Fd位于 膜外表面。这样的空间排列，使得P680受光激发后，在类囊体的内表面发生水的氧化，并向类囊体膜内释放O2和H+。在膜的外侧发生PQ还原，并通过跨膜移动，把膜外质子传到腔内。PSI受光激发后，从类囊体内侧的PC接受电子，并在膜的外侧把电子交给Fd

6、，从而在膜的外侧进行NADP的还原。电子传递体在类囊体膜上的这种分布，使电子在膜的内外进行定向传递，形成跨膜质子梯度，推动ATP形成。,（四）PSII的结构与运转,1、PSII复合体的结构,PSII反应中心结构模式图,示意PSII反应中心D1蛋白和D2蛋白的结构。D1很容易受到光化学破坏，会发生活性逆转。电子从P680传递到去镁叶绿素（Pheo）继而传递到两个质体醌QA和QB。P680+在“Z”传递链中被D1亚基中酪氨酸残基还原。图中还表明了Mn聚集体(MSP)对水的氧化。CP43和CP47是叶绿素结合蛋白。,包括3个部分：（1）捕光天线系统 围绕P680的CP43和CP47蛋白复合体组成的内

7、周天线（近侧天线）由LHCII复合体组成的外周天线（远侧天线）（2）D1-D2蛋白 D1-D2蛋白：由2个32KD蛋白组成，其中包括原初电子供体Yz（Tyr161残基）。反应中心电子传递链：YzP680PheoQA(D2蛋白)QB（D1蛋白）构成反应中心的电子传递链。（3）水氧化放氧系统 包括：三种外周蛋白（33，23，17KD）,Mn簇,Cl,Ca2+,2、PSII的运转 PSII是执行光诱导电荷分离及电子传递的基本单位，P680中心色素是一个chla双分子体(chlorophyll special pair)。电子从放氧中心到P680是很快的过程。Yz是D1蛋白上的第161位Tyr残基。原

8、初的电荷从P680到Pheo只需几个皮秒（ps）,Pheo-又立即被QA氧化，QA又被QB在100200微秒时间内氧化。QB先形成半醌QB，然后又从另一个QA接受1个电子，形成还原型醌QB2。（这里QA是单电子受体，QB是双电子受体）。完全还原的QB2从间质接受2个质子，形成QBH2，并与PQ交换位置，随后再向cytb/f传递。D1蛋白亚基是QB的载体，故又称为QB蛋白，它可被DCMU等除草剂结合，从而阻断电子从QA向QB的传递。此外，许多逆境因子，如高温、强光、高盐等对电子传递的抑制部位，也是这里。,3、PSII的水裂解放氧 PSII的一个重要功能，就是参与水的裂解放氧。有关分子氧释放的机理

9、，依然是目前研究的重要问题。（1）氧释放动力学 光合放氧具有周期现象，在闪光诱导动力学研究中，发现氧的释放伴随着4个闪光周期的摆动，即每4次闪光出现一个放氧高峰。Kok等提出4个S态循环的模型（Kok钟），OEC需要积累4个氧化当量（正电荷），才能从2个水分子中夺取4个还原当量，释放一分子氧。hv1 hv2 hv3 hv4S0 S1 S2 S3 S4 S0+4H+O2 这里，S0-S4代表放氧中心的不同氧化还原状态，hv1-hv4表示闪光的顺序。从S0到S4共积累4个氧化当量，S4是不稳定的，它释放出分子氧后又回到S0状态。这样，每次循环吸收4个光量子，氧化2个水分子，向PSII中心传递4个电

10、子，释放4个质子，1个氧分子。,（2）Mn,Cl,Ca与放氧的关系（1）Mn 直接参与水裂解积累4个氧化当量的过程。锰以不同的亲和程度结合在PSII颗粒上，利用加热或Tris溶液洗涤，把锰除去，放氧就受到抑制，回加锰后，放氧活性得到恢复。（2）Cl与Ca Colema和Govindjee利用35Cl-NMR技术证明，氯和钙与外周蛋白相互作用，会导致蛋白质区域之间盐桥的断裂，从而在锰簇中取出质子。,（五）两个光系统之间的电子传递,两个光系统之间的电子传递，包括电子从PSII还原侧的QA到PSI氧化侧的PC，中间有PQ,cytb/f复合体，PC的参与。,1、从QA起到PQ的传递 QA的单电子载体行

11、为转换为QB的双电子载体行为，这个转化机理，是通过暗适应叶绿体的闪光实验认识的。,e第一次闪光：QA QA（半醌离子）e 暗中：QA QB QB e 第二次闪光：QA QB QB22H PQQB2 QBH2 PQH2,关于PQ库：PQ是类囊体上含量最多的电子传递体，因此，认为存在一个PQ库(PQ pool)。由于PQ是脂溶性的，它可以在类囊体膜的疏水区移动，使类囊体膜上的电子传递链之间连接通用，当两个光系统发生光能分配不均衡时，PQ库可以起到调节与缓冲作用，从而保证两个光系统的均衡运转。此外，PQ的移动性，也使得H向类囊体腔内释放，造成跨膜质子动力势，推动ATP形成。,2、cytb/f复合体（

12、1）组成4个多肽链组成（多亚基膜蛋白）：cytf,cytb6,Rieske铁硫蛋白，17KD蛋白（功能不详）（2）电子传递顺序 PQH2 FeSR Cytf PC,cytb/f复合体结构,（3）cytb/f 复合体介导跨膜质子转移的机理Q循环 关于Cytb/f 复合体介导的跨膜质子转移的机理，Mitchell曾提出Q循环的假设：还原的PQH2将2个电子中的一个传给 Cytb6/f 复合体中的FeSR，再交给Cytf，进而传给 PC，与此同时，PQH2又将第二个电子交给低电位的b，并释放2个H+到膜腔内，电子由低电位的b传至高电位的b，再将电子传至PQ。经过两次电子循环后，PQ两次被还原，双还原

13、的PQ又从膜外结合两个质子，并将其贮入质醌库中。,Q循环（第一次周转）,Q循环（第二次周转）,放出的2个电子中，一个经RFeS和Cytf传递给PC。另一个经Cytb6的两个b型血红素bl（低电势）和bh（高电势）传递到类囊体基质侧的质醌氧化位点Qn，将一个质醌分子还原为半醌。,电子传递同第一次周转，只是这次的电子传递将半醌还原成还原型质醌。而后者再从基质侧接受2个质子后，离开复合体进入质醌库。,Q循环的结果：一个质醌分子被氧化生成一个醌分子（PQ，在Qn位点），两个电子转移给质蓝素，4个质子从基质转移到内腔。,3、PC（质蓝素）质蓝素(PC)是位于类囊体膜内侧表面的含铜的蛋白质，氧化时呈蓝色。

14、它是介于Cyt b/f复合体与PS之间的电子传递成员。通过蛋白质中铜离子的氧化还原变化来传递电子。分子特点：Mr=10.5KD，含铜蛋白。在氧化还原时，在597nm处有可逆的吸收变化。PS复合体存在类囊体非堆叠的部分，PS复合体存在堆叠部分，而Cyt b/f 比较均匀地分布在膜中，因而推测PC通过在类囊体腔内扩散移动来传递电子。电子传递顺序：绿藻：cytf PC P700 高等植物：cytf PC P700,（六）PSI结构与运转,1、PSI复合体组成 反应中心P700 电子受体 LHCI（捕光天线）,2、PSI反应中心的运转,P700：chla双分子体 A0：chla单分子体 A1：叶醌（维

15、生素K1）FA,FB,FX:三个铁硫中心，含12个Fe，12个S。Fd:是2Fe2S铁氧还蛋白,P700A0A1FAFBFXfdNADP 假环式 cytb/f O2 PC O2-环式,PSI电子传递体及其动力学,NADP,O2,NADPH,O-2,（非环式）,（假环式）,（循环式）,（七）光合磷酸化,1、概念：在照光条件下，叶绿体把ADP与Pi形成ATP的过程。,2、机理：,3.ATP合成的部位ATP合酶,ATP合酶组成：,类囊体ATP合酶有两部分组成：CF0：跨膜部分 CF1：位于基质的亲水部分 质子通过CF0被转运到酶的催化位点，利用形成的质子浓度梯度，CF1将ADP和Pi合成ATP。AT

16、P合酶在文献中也被称为CF0CF1复合体。,4、光合磷酸化的抑制剂,(1)电子传递抑制剂 指抑制光合电子传递的试剂，如羟胺(NH2OH)切断水到PS的电子流，DCMU抑制从PS上的QA到QB的电子传递；KCN和Hg等则抑制PC的氧化。一些除草剂如西玛津(simazine)、阿特拉津(atrazine)、除草定(bromacil)、异草定(isocil)等也是电子传递抑制剂，它们通过阻断电子传递抑制光合作用来杀死植物。(2)解偶联剂 指解除磷酸化反应与电子传递之间偶联的试剂。常见的这类试剂有DNP(二硝基酚)、CCCP(carbonyl cyanide-3-chlorophenyl hydraz

17、one,羰基氰-3-氯苯腙)、短杆菌肽D、尼日利亚菌素、NH等，这些试剂可以增加类囊体膜对质子的透性或增加偶联因子渗漏质子的能力，其结果是消除了跨膜的H+电化学势，而电子传递仍可进行，甚至速度更快(因为消除了内部高H浓度对电子传递的抑制)，但磷酸化作用不再进行。(3)能量传递抑制剂 指直接作用ATP酶抑制磷酸化作用的试剂，如二环己基碳二亚胺(DCCD)、对氯汞基苯(PCMB)作用于CF1，寡霉素作用于CFo(CFo 下标的o就是表明其对寡霉素oligomycin敏感)。它们都抑制了ATP酶活性从而阻断光合磷酸化。,光合电子传递链的三种抑制剂DCMU、DBMIB和百草枯的化学结构,叶绿体电子传递

18、链的抑制剂作用位点：DCMU和DBMIB阻止电子传递反应，而还原态的百草枯自动氧化为基本离子，导致超氧和其他活性氧种类的形成。,二、碳同化,1、C3途径：,光调节酶：RuBP羧化酶NADP-磷酸甘油醛脱氢酶SBP酯酶 FBP酯酶 Ru5P激酶,Rubisco Activase,2、C4途径,3、CAM途径,剑麻,龙舌兰,落地生根,第二章 Rubisco and Rubisco Acitvase,五、展望,四、RCA的基因工程,一、RubisCO的结构与功能,二、Rubisco的活化-Rubisco活化酶,三、Rubisco活化酶、Rubisco与光合作用的关系,Contents,1,5-二磷酸

19、核酮糖羧化加氧酶简称为 Rubisco，它是在 l947年由 Wildmen和 Bonnor发现 的。1965年人们首次从菠菜中提纯 了这个酶。同时发现它具有催 化 CO2和 RuBP(即 1，5 一 二磷酸核酮糖)形成 P G A(即 3磷酸甘油酸 的功能，参 与光合成作用。2 0世纪 7 0年代，Bowes 对此酶又有 了新 的发现，即该 酶具有催 化 RuBP的氧化反应的功能，参 与光呼吸作用。RubisCO存在于高等植物和自养细菌中，是所有光合生物进行光台碳同化的关键性酶，它参与 了光合作用和光 呼吸过程,调节两者之间的 关系，对净光合速率起着决定性作用。光合生物的RubisCO是一个

20、重要的的酶，它是将 CO2 还原成有机碳的限速酶。地球上的光合生物每年约固定 5 1014 k g CO2。CO2 是对“温室效应”贡献 最大的气体(大约占 5 O)，同时又是地球上最丰 富的碳资源。成功 固定二氧化碳 既可降低温室效应，又可充分利用碳资源。同时，R u b i s C O酶活性 的高低 直接影 响植物的净光合产量。RubisCO本身是植物可溶性蛋白中含量最高的蛋白，约 占 50，是植物 体内重要 的储藏蛋 白。因此，对 RubisCO的深人研究具有深远的意义。,RubisCO的结构比较复杂，随个体的不同差异较大。植物与微生物之间、不同植物之间、不同微生物之间的 RubisCO

21、结构不 同，甚至在同一微生物体内的 RubisCO也存在两种不 同的形式。大亚基(rbcL)+小亚基(rbcS)LxLy 由单一大亚基(rbcL)组成的：Lx 大亚基分子量一般在 5060 kD之间，是 由叶绿体 DNA编码、由叶绿体核糖体翻译。小亚基分子量一般在 1218 kD之间，是由核 DNA编码、由细胞质核糖体翻译。,一、RubisCO的结构与功能,高等植 物的 RubisCO是由8个大亚基和 8个小亚基组成的 L8S8。不 同植物的大亚基之间同源性较高 小亚基 的同源性则较低。原核光合生物的 RubisCO结构较复杂，有由单一大亚基组成的多聚体(如 L2、L4、L6、L 8)，有 由

22、大亚基和小亚基共同组成的 L6 S6 及 L8S8，在有的光合微生物中同时存在两种不同形式的RubisCO。,RubisCO的立体结构已由Andersson采用高 分辨率的 X射线分析给出了较为明确 的四级结构模型。模型认 为高等植 物的 RubisCO 外形呈“桶状”。以四对交互结合的L2 发生四聚化产生的 L8为核心，而 8个小亚基则平分成两组分别位于核心的上 面和下面。大亚基是 由 N、B和 C三个结构域组成。N结构域开始于 N端包括 I 3 7个氨基酸残基。并含有 5股折叠；B、C结构域 由螺旋构成。,同来源的 RubisCO大亚基是很保守的，氨基酸序列的同源性一般大于 80，而小亚基

23、的序别变化较大。RubisCO的活性中心位于大亚 基上，而不在小亚基上。证据：由单一大亚基组成的多聚体(如 L2、L4、L6、L8)仍具有催化 RuBP的羧化和加氧活性。仅有小亚基组成的多聚体则无活性。目前认为小亚基与 RubisCO的活性无关，而与 Rubisco的装配有关。,二、Rubisco的活化-Rubisco活化酶,RubisCO必须处于活化状态才能催化底物RuBP的羧化和氧化反应。它在体外和体内的活化机制不同。RubisCO的体外活化过程已经被很好地了解，活 化 作 用 依 赖 于 P H 值、CO2浓 度、以 及Mg2+。活化过程:首先是 E RubisCO的氨基甲酰化作用，即C

24、O2与 酶活化位点内的 Lys201结合，然后，再与 Mg2快速形成一个有活性的三元复台物，即活化型的酶 ECM。,（一）RubisCO的体外活化机制,甲酰化的部位：大亚基的Lys201,二、Rubisco的活化-Rubisco活化酶,RubisCO必须处于活化状态才能催化底物RuBP的羧化和氧化反应。它在体外和体内的活化机制不同。RubisCO的体外活化过程已经被很好地了解，活 化 作 用 依 赖 于 P H 值、CO2浓 度、以 及Mg2+。活化过程:首先是 E RubisCO的氨基甲酰化作用，即CO2与 酶活化位点内的 Lys201结合，然后，再与 Mg2快速形成一个有活性的三元复台物，

25、即活化型的酶 ECM。,（一）RubisCO的体外活化机制,甲酰化的部位：大亚基的Lys201,Jordan和Chollet发现，上述的体外活化的机制并不适用。因为在体内高浓度的底物RuBP与 RubisCO紧密地结合，阻止了氨基甲酰化作用的进行。Ogren等发现一种核基因编码的叶绿体蛋白具有激活 Rubisco的效应，命名为 RubisCO活化酶(Rubisco Activae,RCA).RCA激活 RubisCO 的过程需要合适的 CO2、Mg2+、未被活化的 RubisCO以及 RuBP等条件。,（二）RubisCO的体内活化机制Rubisco活化酶,1、RCA的分子特性,RCA是一种核

26、编码的可溶性叶绿体蛋白，具有 ATPase 活性。RCA通常由(4547 k D)、(41 44kD)两种亚基组成，但不同植物亚基的种类和数量不同。拟南芥、菠菜、大麦、水稻、棉花、小麦等植物RCA均含有、两种亚基，而烟草、玉 米和衣 藻(Chlamydomonas reinhardtii)仅含一种亚基。但无论同种植物或不同种植物的亚基之间，其抗体都能发生交叉反应。这为利用Western杂交检测不同植物RCA的表达方式提供了方便。,亚基组成：,Shen和 Ogren报道了菠菜RCA氨基酸序列和二级结构，RCA前体多肽的N端含有58个氨基酸的转运肽，当前体肽跨膜运输到叶绿体后，转运肽立即在 Ser

27、 和Thr丰富的区域被切除，形成成熟的亚基，它有2 个ATP结合部位。对菠菜的RCA定点突变发现，Glu取代Gln109位点的突变，导致亚基活化 Rubis co的活性上升，而 ATPase活性下降，说明RCA活化Rubisco的活性和AT P a s e活性并非紧密偶联；用Asp替换Gln109 也能增加活化Rubisco的活性，但用其它氨基酸替换则导致活性下降，说明酸性残基(如Glu和 Asp)在这一位点上能增加活化 Rubisco的活性。,结构与活性：,RCA本身虽然不是ATPase，但具有ATPase活性。这是因为RCA的两种亚基结构均含“P-环”序列(phosphate-bindin

28、g loop，G-X-X-X-X-G-K-ST)，P-环是许多ATPa se具有的核苷酸结合序列,它能维持酶和ATP上的、磷酸基团形成的氢键，稳定ATP水解过程的中间状态，因此RCA活化Rubisco依赖于ATP而为A D P抑制。在菠菜 RCA“P环”处对Lys 进行定点诱变，得到的突变体与ATP的结合能力不及野生型的50，结果是突变体RCA的总活性下降，这说明Lys169 对于维持RCA活性具有重要作用；菠菜RCA N端的Trp11和随后的Lys 残基缺失时，活性几乎完全丧失，这些残基定位在酶的表面，RCA有可能在这一区域与 Rubisco相互作用。,ATPase活性：,2、RCA对Rub

29、isco的活化作用,RCA的活性与叶绿体的能荷有密切关系,黑暗条件下RCA以失活态存在,光照下,随着光合磷酸化的进行和ATP的增加,与ATP的水解相偶联,利用所提供的能量进行变构形成活化态RCA,当活化态RCA 发生作用后即形成失活态RCA。,RCA催化Rubisco的活化 图中上部的方框表示Rubisco，下部的圆饼代表钝化态RCA；带缺口的正方形代表活化态的RCA。,目前，关于RCA如何活化RubiSCO的详细机制尚不清楚，上图 便是Jensen等提出的R CA作用模式。已知 CO2 除了作为 Rubisco的底物之外，还具有Rubisco激活剂的功能。Rubisco只有先与作为激活剂的C

30、O2 形成氨甲酰化 Rubisco后，才能催化羧化/加氧反应；此外，Rubisco在与另一个底物RuBP结合之前，还必须与 Mg2结合，才能被完全活化(图中步骤 1)。该反应还可以自发地逆转，即氨甲酰化的Rubisco能自发脱掉CO2(去氨甲酰化)和Mg2+，重新转变为非活化态(步骤2)。,然而，问题在于非活化态的Rubisco还能够与RuBP结合，改变其构象，形成钝化态的终端复合物(步骤3)，这种复合物即不能再被CO2 和Mg2+所活化。RCA的作用在于与这种钝化的终端复合体结合(步骤5)，改变其构象，使Rubisco与RuBP的结合变松弛(步骤6)，并将 RuBP从Rubisco活化区域解

31、离下来(步骤7)，空出Rubisco中的CO2和Mg2+结合位点，RCA则转变为非活化状态(步骤8)。这样，Rubisco便可以重新被CO2 和Mg2+激活，催化RuBP的羧化/加氧反应(步骤 1)。至于RCA本身的活化，则需要与AT P的水解相偶联，以提供变构所需的能量(步骤4)，这就是RCA自身具有 ATPase活性的原因。也正因为如此，RCA的活性与叶绿体的能荷有密切关系，当叶片从黑暗中转移到光照下以后，随着光合磷酸化的进行和ATP的增加，RCA和RubisCO活性有一个逐渐诱导提高的过程。,Rubisco regulation and its effectors(a)Regulatio

32、n scheme of Rubisco.Inactive uncarbamylated Rubisco(E)iscarbamylated by adding activator CO2(C)through a slow,rate-etermining reaction to produce the EC form,and then the formis rapidly stabilized byMg2+(M)coordination to forman active ternary complex,ECM.The ECMformbinds the substrate RuBP(R)and re

33、acts with either CO2 in the carboxylation or O2 in the oxygenation reactions of Rubisco,respectively.The E form can also bind RuBP to form the non-catalytic ER complex.The ECM form can bind 2-carboxy-D-arabinitol 1-phosphate(c)to form ECMc in nocturnal conditions.During light illumination,light-regu

34、lated Rubisco activase interacts with the ER and ECMc forms and releases RuBP and 2-carboxy-D-arabinitol 1-phosphate from the complexes.(b)Chemical structure of NADPH.(c)Chemical structure of 6PG.(d)Chemical structure of 2CABP.,三、Rubisco活化酶、Rubisco与光合作用的关系,不同环境条件特别是逆境条件下，作物的光合速率常会下降，Rubisco活性下降是引起光合

35、下降的非气孔因素之一。,1、温度和CO2,离体Rubisco保持最高活性的温度大于50，离体 RCA的ATPase活性最适温为42，但叶内Rubisco活性在叶温超过35 时就会下降。Crafts,Brandner和 Salv uccim研究认为温度升高到 3 5-4 0，RubiSCO活性下降是由于Rubisco失活的速率超过RCA的活化能力，也有可能是影响了RCA和Rubisco的结合过程，但决不是由于RCA的活性下降；当温度达到并超过42 时，RCA的活性下降，并促进 Rubisco的活性下降。,RCA结构发生微小变化就会影响与Rubisco的有效结合。当温度升高到 35 时，植物叶片中

36、RCA从Rubisco活化区域解离出来，亚基之间相互作用消失，Rubisco活性下降但可以恢复；Western-blot分析表 明，当温度高于 42 时，RCA展开成单体，这些单体自身或与其它叶绿体蛋白结合成高分子量的不可溶的聚合体，这时Rubisco的活性下降加速且不能逆转；豌豆和菠菜、拟南芥2种亚基热稳定性和聚集方式相同。,小麦叶片经 38 热胁迫后，RCA的表达量明显减少，经24h缓解后，42 k D亚基数量增加，同时诱导产生一种新的41k D亚基。尽管C4植物光合的最适温度比C3植物高，但玉米在叶温升高超过 38 时的反应与小麦相同。许多植物在热胁迫下会产生新的 RCA亚基，它和组成型

37、RCA亚基的增加同时发生，这有可能是光合碳同化的一种适应机制。有报道都支持 RCA 是一种分子伴侣(molecular chaperone)的看法，但后来又遭到反对。不过，RCA虽然不能修复在体内热变性的Rubisco，但它的许多特征(包括序列同源性、热胁迫导致原有亚基增加和诱导新亚基的产生等都与分子伴侣相同。,2、光,光照度是一个重要的生态因子，Rubisco初始活性是影响光合速率的生理因子。根据小麦光合日变化过程中Rubisco活性的变化规律，认为光合午休过程中，小麦光合磷酸化受阻而使ATP供应减少，能荷降低，从而抑制 RCA对Rubisco的活化作用。RCA对Rubisco 初始活性的调

38、节主要发生在每天早晚及光暗转换的初期，此时钝化态Rubisco比较多。苹果、番茄、大麦和拟南芥中RCA都有明显 的昼夜节奏。Rubisco的光调节是通过RCA起作用的。实验表明，就基因转录受光诱导而 言，RCA基因比Rubisco大小亚基基因敏感。光照度可能通过调节基质的氧化还原势，改变Trx.f 对亚基的调节作用，从而影响RCA的活性及Rubisco的活性。,四、RCA的基因工程,活化酶基因工程的工作已经较深入，rca基因分离、表达、转化等主要工作都已经开展。现在人们已经克隆了菠菜、拟南芥、大麦、玉米、水稻、棉花等植物 rca基因的cDNA，并对转基因(主要是反义转化)植株的生理生化性状进行

39、了研究。目前，主要采用体外定点突变和转反义基因的技术，研究植物RCA的结构、功能及其对Rubisco的调控机制。,e.g:分别将RCA的亚基或亚基基因转入拟南芥突变体(rca)，结果表明，只转 亚基或定点突变的 亚基(1个或2个Cys 被Ala代替)时，Rubisco不受光调节，转 亚基或两者都转的植株则受光调节，这证明Rubisco的光调节是基于R A的亚基受到氧化调节。拟南芥、烟草、大豆的转反义rca植株，RCA水平和Rubisco活性均下降，同时光合作用减弱，而且烟草转反义rca基因在热胁迫(42)下与未经热胁迫的比较，野生型光合作用几乎完全能恢复，而转基因植株则恢复很少。,五、展望,从

40、发现RCA至今,广大研究者对其分子特性和调控机理的认识已取得了重大进展。今后,RCA研究的主要方向为:利用基因工程技术、蛋白质组学、代谢组学技术,通过突变体(点突变)和转反义RCA 技术研究RCA 亚基间相互作用、RCA 的活化机制、对Rubisco的调节机制以及RCA结构中氨基酸残基和结构域对其功能的贡献,以完善RCA作用的分子基础。随着全球气候变化,异常高温经常出现,关于温度尤其是高温对RCA调节Rubisco活性影响的研究将显得更有实际意义,将人工改造的具有更高热稳定性的RCA 基因导入植物,提高RCA 活性与热稳定性,最终提高植物光合作用速率与效率将会是可行的策略。,第三章 光合机构对

41、环境的响应和适应,光合机构对环境的响应合适应，是目前光合作用研究中的一个热点，它不仅涉及光合机构的调节控制，而且关系到作物的光合性能和生产能力，以及农业、环境等一系列重大问题。在植物的进化过程中，光合作用机构也在不断进化。从细菌光合到植物光合就是一个重大进步。但这不意味着光合功能就此稳定下来一成不变了。当我们发现，从水域到陆地，从寒冷的极圈到炎热的赤道，从泥泞的沼泽到荒凉的沙漠，都可以发现靠自身光合作用而生存的植物，便会知道光合作用这一植物的基本功能是多么善于适应环境的变化啊！,适应（adaptation）:在长期（几天、几周、几个月）变化了的环境中光合机构的形态、结构和功能上的变化。响应（r

42、esponse）：在短期（最多几小时）变化的环境中，光合功能的变化。但有时二者难以严格区分。,一、光照,（一）植物光合机构对光照条件的适应,阴生植物与阳生植物光合机构比较,（二）植物光合机构对光照条件的响应,短时间内光强的改变，光合机构具有一定的调节功能：1、酶活性变化：激活或失活（如C3途径中的光调节酶：RuBP羧化酶、NADP-磷酸甘油醛脱氢酶、SBP酯酶、FBP酯酶、Ru5P激酶。）2、类囊体垛叠程度改变 3、叶绿体运动 4、叶片伸展角度改变 但这些调节是有一定限度的，当光强突然增加，植物来不及调节适应时，便会引起光抑制或光破坏。,（三）强光对植物光合作用的影响光抑制,1、光抑制现象 p

43、hotoinhibition:植物的光合机构所接受的光能超过光合作用所能利用的数量时，光合功能降低的现象。,（1）光抑制的基本特征 A量子效率下降 B光饱和光合速率下降 CPS2电子传递效率下降 其中，量子效率是用来测定光抑制程度的较好指标。,葡萄（Vitis vinifera）：光强和量子效率日变化,凌霄花（Campsis grandiflora):光强和量子效率日变化,（2）植物对光抑制的敏感性 受植物遗传因素和环境条件影响。阴生植物比阳生植物敏感 C3植物比C4植物敏感 当高温、低温、干旱、营养不足等胁迫因素存在时，植物对光抑制的敏感性增加。,原因：逆境下不利于光合作用进行，光能过剩程度

44、加大；不利于光胁迫破坏的修复。,2、光抑制的机理,（1）光合机构的破坏 部位：PSII反应中心。按其发生的原初部位可分为：受体侧光抑制：常起始于还原型QA的积累。还原型QA的积累促使三线态P680(P680T)的形成，而P680T可以与氧作用(P680T+O2P680+1O2)形成单线态氧(1O2)；供体侧光抑制：起始于水氧化受阻。由于放氧复合体不能很快把电子传递给反应中心，从而延长了氧化型P680(P680+)的存在时间。680+和1O2都是强氧化剂，如不及时消除，它们都可以氧化破坏附近的叶绿素和D1蛋白，从而使光合器官损伤，光合活性下降。,Mechanism of the photoinh

45、ibition of PSII.(a)The acceptor-side photoinhibition of PSII.(b)The donor-side photoinhibition of PSII.In the acceptor-side photoinhibition,excess illumination with visible light induces 1O2,which damages the D1 protein,whilein the donor-side photoinhibition,the cationic radicals formed at the donor

46、 side of PSII by the illumination damage the D1 protein.,The fate of the light-or heat-damaged D1 protein.,The fate of the light-or heat-damaged D1 protein.The PSIIcomplexes are enriched in the grana and present as dimers.Whensubjected to light or heat stress,the PSII complexes suffer damageand are

47、converted to a monomeric form.The damaged PSIIcomplexes migrate from the grana to the stroma thylakoids,andunstacking of the thylakoids may facilitate the diffusion of the proteincomplexes on the thylakoid membranes.The D1 protein in the PSIIcomplex is phosphorylated before the stress,but is dephosp

48、horylatedwhen light or heat stress is applied.Phosphatases in the stromathylakoids are responsible for the dephosphorylation of the D1protein.The dephosphorylated D1 protein is recognized by FtsHproteases and degraded.By contrast,the PSII complexes that are located in the grana core and are not deph

49、osphorylated formaggregates with the nearby polypeptides such as D2 and CP43.Accumulation of such protein aggregates leads to the dysfunction ofPSII.FtsH is also found in the grana(Komayama et al.2007)and istentatively depicted as a monomer,（2）活性氧的破坏作用 通过Mehler反应生成的活性氧，如果可被及时清除，则有防护作用；但是，如果不能被及时清除，会

50、对叶绿体的膜蛋白、膜脂造成破坏。,（3）热耗散的增加 这是一种不发生光合机构破坏的光抑制。量子效率的降低是由于天线色素或反应中心激发态叶绿素热耗散的增加引起的，反应中心复合体并不受到破坏。这实际上也是一种对光合机构的保护机理。,3、光抑制后光合功能的恢复 光抑制引起的破坏与自身的修复过程是同时发生的，两个相反过程的相对速率决定光抑制程度和对光抑制的忍耐性。当光抑制不太严重时，回到非胁迫条件下，几分钟到几个小时，光合功能可以恢复。光抑制严重时，则难以恢复。,研究表明，恢复光合功能，需要对光破坏部位的修复。这种修复需要从膜上去掉被破坏的部分，并用新的取而代之。研究表明，修复需要D1蛋白(QB蛋白)