动物生理学实验.ppt

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1、动物生理学实验,动物医学系伍 莉,实验一动物生理学实验常用仪器实验基本操作技术,1 动物生理学实验的地位本共27学时，属专业基础课程。成绩计算：报告60%，笔试考试30%，考勤10%2 动物生理学实验的要求 实验前、实验中、实验后,3 常用生理仪器的使用（1）刺激系统 刺激器、刺激电极（2）引导、换能系统 肌张换能器、压力换能器（3）放大系统（4）显示、记录系统,4 常用手术器械（1）刀：姿势有指压式、执笔式及反挑式等。（2）剪：外科剪、眼科剪、毛剪、普通剪等。（3）镊：眼科镊、外科镊。（4）钳：止血钳、持针钳、创巾钳。（5）其他：探针、玻璃分针、蛙板、锌铜弓、蛙心夹、动脉导管、气管插管、肌槽

2、等。,5 动物的麻醉（1）麻醉前准备：P34。药物选择：熟悉药品特点，根据实验内容合理选用麻醉药。33%乙醇生理溶液：57 mL/kg，耳缘静脉注射。速眠新：0.10.2 mL/kg，皮下或肌肉注射。麻醉前核对药名，检查药品有无变质。狗、猫等呕吐中枢发达的动物在手术前应禁食12h，以减轻呕吐反应。需在全麻下进行手术的动物，可适当给予麻醉辅 助药，如皮下注射吗啡镇静止痛，注射阿托品减少呼吸道分泌物产生等。,（2）麻醉效果观察呼吸：呼吸加快且不规则，麻醉过浅；呼吸规则且平 稳，已达麻醉深度；呼吸变慢，且以腹式呼吸 为主，麻醉过深，动物有生命危险。反射：角膜反射灵敏，麻醉过浅；角膜反射迟钝，麻 醉程

3、度适宜；角膜反射消失，伴瞳孔散大，则 麻醉过深。肌张力：肌张力亢进，麻醉过浅；全身肌肉松弛，麻 醉合适。皮肤夹捏：用止血钳夹捏动物皮肤，观察皮肤的反应。,（3）麻醉注意事项正确选用药品、用药剂量及给药途径。静脉麻醉时，先将总量的1/3快速注入，使动物迅速渡过 兴奋期，余下2/3 缓慢注射，并观察动物状态及反应，以准确判断麻醉深度。需补充麻醉药时，一次补量不超过总量的1/5。麻醉中应随时保持呼吸道通畅，注意保温。在手术操作复杂、创伤大、实验时间较长或麻醉深度不理想等情况下，可配合局部浸润麻醉或基础麻醉。实验中注意体液平衡，防止酸中毒及肺水肿的发生。,6 常见手术方法（家兔）（1）麻醉（静脉、皮下

4、、肌肉）（2）保定（3）除去被毛、切口（4）颈部神经、血管分离（5）气管插管（6）输尿管、膀胱分离,7 器械打结（1）活结：用于家兔保定。（2）死结：用于血管、神经结扎。要领：钳压线，线压钳。,实验二 计算机生物信号采集处理系统 1 系统组成与工作原理 PCLAB-UE由硬件和软件两部分构成，硬件主要完成对各种生物电信号（如心电、肌电、脑电）与非电生物信号（如血压、张力、呼吸）进行调理、放大，并对信号进行模/数（A/D）转换，使之进入计算机。软件主要对已经数字化了的生物信号进行显示、记录、存储、处理及打印输出，同时对系统各部分进行控制，与操作者进行人机对话。,2 主界面 从上到下依次分为：标题

5、栏、菜单栏、工具栏、状态提示栏及采样窗、控制面板和数据窗等其他多个相应的子窗口组成。,3 使用方法3.1 设置：标准配置，恢复出厂时的配置。3.2 新建：选择实验项目，填写实验信息，进入实验窗口，开始实验。3.3 采样：记录实验数据。3.4 控制面板参数调节：通道功能调节；刺激参数调节。3.5 存储：文件保存位置：F：/，文件名：07动医3-呼吸（左2）。3.6 编辑：打开原文件选择复制打开“工具”下的“画图”处理文件复制图片存盘到F：/。,实验三影响血液凝固的因素红细胞脆性的测定血红蛋白的测定,影响血液凝固的因素,1 实验目的 以凝血时间为指标，了解影响凝血的因素，加深 对生理止血过程的理解

6、。2 实验原理 血液凝固是一个酶解激活过程，有多种凝血因子 参与。根据凝血过程起动时凝血因子来源不同，可将 凝血分为内源性激活途径和外源性激活途径。,3 实验对象：家兔4 方法与步骤4.1 家兔的麻醉、保定与手术 33%乙醇溶液，6mL/kg，耳缘静脉注射。4.2 颈动脉采血4.3 试管准备4.4 记录凝血时间,5 实验结果表1 血液凝固及其影响因素,6 注意事项6.1 采血过程要尽量快，以减少计时误差，对 比实验的采血时间要紧接着进行。6.2 每支试管口径大小及采血量要相对一致，不可相差太大。6.3 判断凝血的标准要一致，一般以倾斜试管 达45时试管内血液不见流动为准。,红细胞脆性的测定1

7、实验目的 学习测定红细胞渗透脆性的方法，理解细胞外液 渗透张力对维持细胞正常形态与功能的重要性。2 实验原理 正常红细胞悬浮于等渗的血浆中，著置于高渗溶 液内，则红细胞会因失水而皱缩；反之，置于低渗溶 液内，则水进入红细胞，使红细胞膨胀。如环境渗透 压继续下降，红细胞会因继续膨胀而破裂，释放血红 蛋白，称之为溶血。红细胞膜对低渗溶液有一定的抵 抗力，这一特征称为红细胞的渗透脆性。,3 实验对象：动物种类不限4 方法与步骤4.1 溶液配置表2 不同浓度NaCl溶液配制,4.2 制备抗凝血：柠檬酸钠作抗凝剂。4.3 加抗凝血：每只试管加1滴。4.4 观察结果未溶血试管：液体下层有大量红细胞下沉，上

8、层为无色透明，表明无红细胞破裂。不完全溶血试管：液体下层有红细胞下沉，上层出现透明淡红色，表明部分红细胞已经破裂，称为不完全溶血。完全溶血试管：液体完全变成透明红色，管底无红细胞下沉。,5 实验结果表2 家兔Hb含量及RBC脆性测定,6 注意事项6.1 试管要干净；6.2 配液要准确；6.3 加血量要一致；6.4 轻轻混匀，减少溶血机会；6.5 静置时间不少于30 min。,血红蛋白的测定1 实验目的 掌握比色法测定动物血红蛋白含量的方法。2 实验原理 血红蛋白的颜色与氧结合量有关，当用一定的氧 化剂将其氧化时，可使其转变为稳定、棕色的高铁血 红蛋白，而且颜色与血红蛋白的浓度成正比。因此，可与

9、标准色板进行对比，求出血红蛋白的浓度，即每 升血液中含血红蛋白的克数（g.L-1）。,3 实验对象：动物种类不限4 方法与步骤：使用沙里氏血红蛋白计测定。比色法是用HCl使血红蛋白酸化形成粽色的高铁 血红蛋白，然后和标准比色板进行比色。（1）血红蛋白计由标准比色箱和测定管组成。测定管 两侧有刻度，一侧为血红蛋白量的绝对值，以每100 mL血液中所含血红蛋白的克数表示；另一侧为相对 值，以（即相当于正常平均值的百分数）来表示。,（2）测定方法血红蛋白吸管清洁：自来水蒸馏水无水乙醇。将0.1N盐酸加入测定管中至刻度“2”处。用血红蛋白吸管吸取20L血液，将血液吹入盐酸中，并利用上层盐酸将吸管反复洗

10、涤多次（避免起泡）。酸化10 min后，逐滴加入蒸馏水，边加边混匀并与标准比色板比较，至二者颜色相同为止。读数即为每100 mL血液中血红蛋白的克数。,【注意事项】（1）血红蛋白吸管和比色管要清洁；（2）吸取血液要准确，避免起泡；（3）酸化时间不能少于10 min；（4）滴加蒸馏水要准确；（5）在自然光下比色。,实验报告的撰写1 实验原理2 材料与方法2.1 主要器材2.2 主要药品2.3 实验动物2.4 实验方法2.4.1 Hb测定：按动物生理学实验80页方法进行1。2.4.2 RBC脆性测定：按动物生理学实验82页方法进 行1。2.4.3 影响血液凝固因素：按动物生理学实验88页方 法进行

11、1。,3 实验结果3.1 家兔Hb含量及RBC脆性测定：见表1。表1 家兔Hb含量及RBC脆性测定,3.2 不同因素对血液凝固时间的影响表2 血液凝固及其影响因素,4 分析与探讨4.1 本次实验家兔Hb测定结果比对照高（或低、或基本一 致），从操作过程方面说明原因：。4.2 本次实验家兔RBC脆性测定结果，最小抵抗比对照组高（或 低、或基本一致），最大抵抗，从操作过程方面说明 原因：。4.3 家兔凝血时间测定结果表明，处理能加快（抑制或不 凝）血液凝固，为什么？管加CaCl2后凝固，为什么？（从凝血机制分析）5 参考文献1 杨秀平，肖向红.动物生理学实验M.北京：高等教育出版社，2004，80

12、-88.2 邹永新，郭予强.我国鸭病毒性疾病的发生和流行概况J.中国兽医杂 志，2002（6）：38-40.,家兔Hb、RBC脆性测定及影响血凝的因素观察1 实验相关信息及目的2 材料2.1 动物2.2 主要药品：2.3 主要仪器：3 实验方法：简述或按动物生理学实验方法进行1。4 结果4.1 家兔Hb、RBC脆性测定：见表1。4.2 家兔血凝时间的测定：见表2。表1 家兔Hb含量及RBC脆性测定 表2 不同因素对家兔血凝时间的影响5 讨论5.1 家兔Hb测定结果与对照比较，其值偏高，原因：5.2 家兔RBC脆性测定结果与对照比较，其值，原因：5.3 家兔血凝时间测定结果表明，时间长短，原因：

13、参考文献1 陈 杰.家畜生理学M，第四版.北京：中国家业出版社.2004，23-34.,实验四 心肌收缩的特点【实验目的】学习蟾蜍心脏活动描记的方法，观察心肌收缩的特点。【实验原理】心肌的有效不应期特别长，几乎占据了整个收缩 期和舒张早期，在此期内任何刺激均不能引起心肌收 缩。在心脏舒张早期之后，给心肌一次有效刺激，会引起心脏一次期前收缩，紧接着出现一次较长的间 歇代偿间歇。,【实验对象】蛙或蟾蜍【实验药品】任氏液【实验方法与步骤】1.实验准备（1）在体蛙心制备：取蛙一只，破坏脑、脊髓，仰卧固定于蛙板上。左手持镊子提起胸骨后端的皮肤剪一小口，然后向左、右两侧锁骨外侧剪开皮肤、肌肉，剪断左右锁骨

14、，使创口呈一倒三角形，充分暴露心脏部位，并用眼科剪剪开心包膜，彻底暴露心脏。,（2）观察心脏的结构 识别蛙心脏。自心脏腹面可观察到心室、心房、动脉球和主动脉。用玻璃分针向前翻转 蛙心，暴露心脏背面可观察到静脉窦和心房。（3）连接实验装置 将蛙心夹上的细线与张力换能器相连，让 心脏搏动信号传入计算机生物信号采集处理系 统。将铜丝与心室接触良好并固定稳妥后，与 刺激器的输出连接。,2.实验项目（1）描记正常曲线，观察曲线的收缩相和舒张相。（2）用中等强度的单个阈上刺激在收缩期刺激心室，有何变化？为什么？（3）用中等强度的单个阈上刺激在舒张中后期刺激心 室，有何变化？为什么？（4）心肌“全或无”反应

15、：用丝线在静脉窦与心房之 间作一结扎，心脏停止跳动。然后给予阈下及不 同强度的阈上刺激，观察蛙心收缩强度的变化。,【结果及分析】1.心缩期单个阈上刺激，心脏有何变化，为什么？2.心舒期单个阈上刺激，心脏有何变化，为什么？3.第一结扎后，心房、心室活动有何变化，为什么？4.阈下刺激心脏的收缩曲线幅度有何变化，为什么？5.不同强度阈上刺激，曲线幅度有何变化，为什么？,【注意事项】1.破坏蛙的大脑和脊髓要彻底。2.经常给心脏滴加任氏液，以保持心脏适宜的环境。3.张力传感器与蛙心夹之间的丝线应保持适宜的紧张度。4.铜丝与心室接触良好的同时，还应尽量不让其阻碍心脏的自发收缩。,实验四 蟾蜍心肌收缩的特点

16、,1 实验相关信息及目的2 实验原理3 材料3.1 动物3.2 主要药品：任氏液3.3 主要仪器：计算机生物信号采集系统、张力换能器4 方法：简述或按生理实验指导书ab页介绍方法进行 5 结果：见图。,6 讨论 6.1 心缩期单个阈上刺激，心活动变化？其原因？6.2 心舒中后期单个阈上刺激，心活动变化？其原因？6.3 窦房沟结扎后，心活动变化？其原因？6.4 结扎后单个不同强度阈上刺激，心肌收缩强度的变化趋势？其原因？参考文献,实验五 蛙坐骨神经腓肠肌标本的制备骨骼肌的生理特性1 原理：用蛙的坐骨神经-腓肠肌标本研究刺激与反应 的关系和肌肉收缩的特性。2 材料：蟾蜍。3 方法：参照动物生理学实

17、验和实验录像进行。,4 结果,实验六 心血管活动的神经-体液调节目的 学习动脉血压的直接测定方法，并观察神经-体液因素 对心血管活动的调节。原理 正常情况下，动脉血压通过神经和体液因素的调节而保 持相对稳定，其中以降压反射尤为重要。若阻断颈动脉血流，颈动脉窦压力感受器受到的刺激减少，通过窦神经传向心血管 中枢的刺激亦减少，降压反射活动减弱，血压升高；当压迫颈 动脉窦时，通过窦神经传向心血管中枢的刺激增加，降压反射 活动增强，血压降低。肾上腺素使心率加快，心缩力加强，心输出量增加，血压 升高；乙酰胆碱引起心缩力减弱，心率减慢，血管扩张，外周 阻力降低，血压下降。,对象 家兔。药品 846，肝素，

18、0.01%AD，0.01%Ach。器械 生物信号采集处理系统，血压换能器，手术器械等。步骤 1.实验准备：（1）麻醉和保定（2）分离颈部神经、血管（3）插管2.连接实验装置：3.实验项目：见图示。,注意事项1.麻醉应适量，以免过量引起动物死亡；2.分离血管、神经原则：先认准再分离；先神经再血管；先细后粗；3.动脉插管的固定要可靠，防止漏液和血管堵塞；4.要待前一项目恢复正常后才能进行下一项目；5.实验结束后，结扎动脉近心端后再拔除动脉插管。,实验七 离体小肠平滑肌的生理特性1 原理：平滑肌具有特定的生理特性，对化学、温度和 牵拉刺激非常敏感。2 材料：家兔、采集系统、张力换能器、Ach、d。3

19、 方法：参照动物生理学实验和实验录像进行。4 项目：Ach、d、降温、升温。,5 注意事项5.1 实验动物要禁食24h；5.2 实验前标本要放在38台氏液中浸泡数分 钟，使标本兴奋性稳定再进行实验；5.3 实验中注意控制温度；5.4 实验中随时更换新鲜台氏液；5.5 实验中添加的药物量要由少至多。,实验八 呼吸运动的调节1 原理：呼吸运动受内、外环境刺激的影响。2 材料：家兔、采集系统、压力换能器、2%乳酸、CO2、33%乙醇溶液。3 方法：参照动物生理学实验方法进行。4 项目：吸入CO2、增大无效腔、夹闭气管、静注乳酸、切断 迷走神经。,5 注意事项5.1 气管插管内壁要干净；5.2 气流适

20、宜，以免直接影响呼吸运动，干扰 实验结果；5.3 注射乳酸时要避免外漏以引起动物躁动；5.4 每项实验前均应有正常呼吸曲线作比较；5.5 吸入CO2时，出现现象应立即移开CO2，防 止动物死亡。,实验九 影响尿生成的因素1 原理：观察不同生理因素对动物尿液量的影响。2 材料：家兔、垂体后叶素、0.9%NaCl、20%G.S、d、Ach、33%乙醇溶液。3 方法：参照动物生理学实验和实验录像进行。4 结果：记录3 min尿量。4.1 正常尿量记录（3 min）；4.2 静脉注射0.9%NaCl 20 mL（37）；4.3 静脉注射0.01%Ad 0.30.5 mL；4.4 静脉注射20%G.S

21、10 mL（37）；4.5 静脉注射垂体后叶素0.3 mL；,5.1 实验前家兔多喂菜叶或水，以增加基础尿量；5.2 保护好耳静脉，应从耳静脉远心端开始注射，逐渐向耳根部推进；5.3 暴露膀胱时，手术切口34cm为度，防止肠管 漏出；5.4 输尿管插管时一定要准确，且事先在插管内充 满水；5.5 每一项目要待前一项的影响基本结束后再进行。,实验十 脊髓反射的基本特征与反射弧分析1 实验目的 2 实验原理3 实验对象4 器材药品5 标本制备6 实验项目,6.1 脊髓反射（1）屈肌和对侧伸肌反射：0.5%H2SO4刺激蛙脚趾。（2）骚扒反射：0.5%H2SO4滤纸片刺激蛙腹侧部。（3）反射时测定：

22、分别用0.5%H2SO4和1%H2SO4刺激蛙脚趾（三次，求平均 值），比较反射时与刺激强度的关系。（4）中枢兴奋的扩散：用不同力量夹蛙脚趾，观察有何现象。（5）中枢兴奋的后作用：上述刺激停止后观察有何现象。6.2 反射弧分析（1）正常反射活动观察：0.5%H2SO4刺激蛙脚趾。（2）破坏脚趾感受器：后肢踝关节处破坏皮肤感受器，检验屈肌反射。（3）破坏神经纤维：分离对侧坐骨神经，用2%普鲁卡因麻醉后，再用 0.5%H2SO4刺激脚趾，待屈肌反射消失后，1%H2SO4滤纸片刺激蛙腹侧 部检验骚扒反射。（4）捣毁脊髓：检验各种反射活动。,家兔呼吸运动的调节（不同方法）目的要求 1.学习记录家兔呼吸

23、运动的方法。2.观察并分析不同因素对呼吸运动的影响。基本原理 高等动物的呼吸运动之所以能持续、节律性地进行，是由于体内调节机制的存在。体内、外的各种刺激，可以直接作用于中枢或不同部位的感受器，反射性地影响呼吸运动，以适应机体代谢的需要。肺的牵张反射参与呼吸节律的调节。,动物及器材 家兔、手术台、手术器械、张力传感器、压力传感器、计算机采集系统、846、2%乳酸、CO2气袋。方法与步骤 急性动物实验时，记录呼吸运动的方法有三种：一种是通过压力传感器与气管插管连接记录；另一种是通过系在胸（或腹）部，通过张力传感器记录；第三种是通过张力传感器记录膈肌运动。今天做第一和第二种方法。,（一）气管插管1.

24、麻醉背位固定剪去颈部与胸部被毛切开颈部皮肤，分离气管并插入气管插管分离双侧迷走神经，穿线备用。注意：气管需分离干净，插管后扎紧，避免漏气。（二）记录呼吸运动2.将金属钩钩于胸部，线的另一端系于张力传感器的应变梁上。（另外3组按原来方法连接压力传感器）3.调节记录系统，使呼吸曲线清楚地显示出来。,（三）观察项目1.记录正常呼吸运动，注意区分吸气和呼气方向2.吸入C023.增大无效腔4.夹闭气管5.注射2%乳酸2 mL 6.剪断一侧或双侧迷走神经,注意事项1.气管需分离干净，插管后扎紧，避免漏气，插管内壁要干净；2.气流适宜，以免影响呼吸运动，干扰实验结果；3.吸入CO2时，出现现象立即移开，防止

25、动物死亡。4.注射乳酸时要避免外漏以免引起动物躁动；5.每项实验前应有一段正常呼吸曲线作对照；,结果分析1.正常呼吸运动曲线呼吸运动是呼吸肌（肋间肌和膈肌）在神经系统控制下进行的有节律的收缩和舒张造成的。图中降波为吸气，而升波为呼气。2.吸入C02当血中PCO2增高时，CO2透过血脑屏障使脑脊液中CO2浓度增多，CO2+H2O H2CO3HCO3-+H+H+刺激延髓化学感受器，作用于呼吸中枢，使呼吸加深加快；此外，当血中PCO2增高时，还刺激主动脉体和颈动脉体外周化学感受器，反射性地使呼吸加深加快。,3.增大无效腔 减少进入肺泡的潮气量，即每次有效气体更新变少，使PO2下降，PCO2上升，刺激

26、中枢和外周化学感受器引起呼吸运动加深加快；另外，气道加长使呼吸阻力增大，减少了肺泡通气量，反射性使呼吸加深加快。4.夹闭气管 增大了气道阻力，切断了呼吸系统和外界的联系，制约肺通气的能力，PO2下降，PCO2分压上升，降低内环境的pH值，使呼吸加深加快。,5.注射乳酸H+既可刺激外周化学感受器，也可直接刺激中枢化学感受器，但因血中H+不易透过血脑屏障直接作用于中枢化学感受器，因此，H+对中枢化学感受器的直接刺激作用不大，也较缓慢，而以对外周化学感受器的刺激为主。乳酸提高了血中H+，通过外周途径反射性地引起对呼吸中枢的刺激，使呼吸运动加深加快。,6.剪断一侧或双侧迷走神经迷走神经是肺牵张反射的传入纤维，肺牵张反射中的肺扩张反射（亦称吸气抑制反射）的生理作用，在于抑制吸气过长过深，促使吸气及时转入呼气，调节呼吸频率和深度。当切断一侧迷走神经后，中断了该侧肺牵张反射的传入通路，肺扩张反射的作用消除，故呈现慢而深的呼吸运动。由于对侧的迷走神经尚未剪断，对侧仍然存在肺牵张反射，故整体情况下，慢而深的呼吸不是很明显。当切断双侧迷走神经后，左右两侧肺扩张反射的作用被完全消除，故呈现很明显的慢而深的呼吸运动。,