实验动物学的基本技术操作ppt课件.ppt

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1、Basic operating techniques for animal experiments,动物实验基本操作技术,陈丽颖 130 1550 6893,这些规范和操作对动物实验室条件、工作人员素质、技术水平和操作方法都要求标准化，包括动物实验过程中消毒剂选择、消毒方法、动物实验前准备、动物实验技术操作、样品采集等各个环节。,动物实验操作的总要求：达到良好实验室操作规范（good laboratory practice，GLP）和标准操作程序（standard operating procedure，SOP）。,动物实验操作是畜牧兽医学科研究生必须熟练掌握的基本功。由于研究目的不同，动物实

2、验的操作技术方法多种多样，但其基本操作技术方法是一样的。,中国农业出版社，2012第1版。定价：180,内 容 提 要,一、实验动物的分组与编号 二、实验动物的抓取与固定三、实验动物的被毛去除技术 四、实验动物给药技术五、实验动物麻醉技术六、实验动物各种体液标本的采集方法七、实验动物安乐死技术八、尸体剖检及脏器标本采集原则及检验方法,（详见兽医实验动物学第十章第二节“动物实验操作技术”）,一、实验动物的分组与编号,（一）实验动物性别的鉴定 1 鉴别小、大鼠的性别 2 鉴别豚鼠的性别 3 鉴别家兔的性别 4 鉴别鸡的性别（二）实验动物编号和标记方法 1 染色法 2 挂牌法 3 耳号法 4 纹身法

3、（黔刺法）5 剪毛法 6 打孔或剪趾、剪耳、剪尾法 7 烙印法 8 电子标识,（一）实验动物性别的鉴定,鉴别小、大鼠的性别：根据外生殖器与肛门之间的距离来判断这些动物新生仔的性别。一般间隔短的是雄性。鉴别豚鼠的性别：雌性外生殖器阴蒂突起比较小；雄性外生殖器处有包皮覆盖的阴茎的小隆起。鉴别家兔的性别：新生仔兔是根据肛门和尿道口之间的距离以及尿道开口部形态来判断雌雄。雄性的肛门和尿道口间距是雌性的1.52倍；雌的尿道口形态是裂缝、细长形，雄的则是圆筒形。鉴别鸡的性别：根据生殖突起来鉴别。常在雏鸡出壳后812小时之内进行。方法：将雏鸡握在手中，排除粪便，将头夹在中指与无名指之间，大拇指固定肛门上方，

4、用右手大拇指和食指轻按肛门旁边使肛门翻开，在亮光下如看到很小的粒状阴茎突起就是雄性，无突起的是雌雏鸡。,（二）实验动物编号和标记方法,1 染色法 2 挂牌法 3 耳号法 4 纹身法（黔刺法）5 剪毛法 6 打孔或剪趾、剪耳、剪尾法 7 烙印法 8 电子标识,标记的方法很多，但基本原则是：号码清楚、耐久、简便、易认和适用。,染色法是用化学剂在动物身体明显部位如被毛、四肢等处进行涂染，或用不同颜色等来区别各组动物，是实验室最常用、最容易掌握的方法。常用的标记溶液有：3 5苦味酸溶液（黄色）；0.5中性红或品红溶液（红色）；2硝酸银溶液(咖啡色，涂后需光照10min)；煤焦油酒精溶液（黑色）；龙胆紫

5、溶液（紫色）。,1、染色法(Staining),1、染色法(Staining),编号的原则是：先左后右，从前到后。若动物编号是二位数或三位数，则采用2种或3种不同颜色分别代表不同位数（个位、十位、百位），标记的原则同上。,左前肢：1号，左侧腹部：2号，左后肢：3号，头顶部：4号，腰背部：5号，尾基部：6号，右前肢：7号，右侧腰部：8号，右后肢：9号。,小鼠的染色标记方法,若动物编号超过10或更大数字时，可使用上述两种不同颜色的溶液，即把一种颜色作为个位数，另一种颜色作为十位数。这种交互使用可编到99号。(如红色为十位，黄色为个位)。,染色法多用于实验周期较短、动物数量不多的情况，不宜用于长期实

6、验。此法主要用于大、小鼠、豚鼠和白色家兔。,挂牌法可用来标记多种动物，一般用于兔、豚鼠标记。犬、猴、猫等动物有时可挂在颈部或笼箱或链条上。使用自制的或购买的烙压有编号的圆形或方形牌（铝、不锈钢或者塑胶等材料），或将号码按实验分组编号烙在动物颈圈皮带上，将其固定在动物颈部。也可挂在实验动物的耳部、肢体或笼具上。,2、挂牌法,3、耳号法,用刺数钳（耳号钳）将号码打在动物耳朵上。打号前用蘸有酒精的棉球擦净耳朵，用耳号钳刺上号码，然后在烙印部位用棉球蘸上溶在食醋里的黑墨水擦抹。该法适用于耳朵比较大的兔、狗等动物。,用7号或8号注射针头蘸取少量碳素墨水，在动物唇的内侧、耳部、前后肢以及尾部等少毛部位进行

7、纹身，刺出相应数字。用黑墨涂在打号局部，数天后黑墨浸入皮下，显示出蓝黑色字号。该法适用于大小鼠、豚鼠等。在实验动物数量少的情况下，也可用于兔、狗等动物。目前有市售的兔用打号器，原理与此相同，附带有不同数字和符号的针刺字号。,4、纹身法（黔刺法）,5、剪毛法,该法适用于大、中型动物，如狗、兔等。方法是用剪毛刀在动物一侧或背部剪出号码，此法编号清楚可靠，仅适于短期观察。,6、打孔或剪趾、剪耳、剪尾法,耳孔法是用打孔机直接在实验动物的耳朵上打孔编号，根据打在动物耳朵上的部位和孔的多少，来表示一定的号码。也可用剪刀在耳廓上剪出缺口作为标记。该法常在饲养大量动物时作为终身号采用（下页图）。,剪趾、剪尾、

8、剪耳若可能损害动物的生命时，必须选择其他的标记方法。当其是唯一可行的方法时，要报请动物管理委员会审查批准。,7、烙印法,是一种直接把标记编号烙印在实验动物身体上的方法。方法是将标记号码烙印在大动物（如犬等）的耳、面、鼻、四肢等部位皮肤上。烙印后应于伤口处涂抹酒精黑墨等颜料，即可清楚读出号码。该法对实验动物可造成轻微损伤，操作时宜轻巧、敏捷，以减少痛苦。,8、电子标识,动物电子标识(Animal Electronic Identification)又被称为“动物电子身份证”，是用来标识动物属性的一种具有信息存储和处理能力的无线射频标识（Radio frequency identification

9、 devices，RFID），标识内置集成电路（IC芯片），用于动物信息存贮、识读和数据通信、交换。使用动物电子标识可以实现对动物的全过程、可追溯管理，在动物识别及建立“动物标识及疫病可追溯体系”方面具有极大的应用前景。,根据不同用途，动物电子标识可封装成注射植入型、耳挂型、留胃型和脚环型等多种形式。,8、电子标识,二、实验动物的抓取与固定,1、小鼠(mouse)的抓取与固定2、大鼠(rat)的抓取与固定3、豚鼠(Guinea pig)的抓取与固定4、家兔(rabbit)的抓取与固定5、犬(dog)的抓取与固定6、猪(pig)的抓取固定方法,小鼠的抓取,小鼠的固定方法,台面固定,固定架固定,手

10、持固定,抓取方法基本同小鼠，但最好戴防护手套。,大鼠的抓取与固定,大鼠的尾静脉采血和手术操作需固定大鼠。麻醉后置于大鼠实验板上(仰卧位)，先用线固定好四肢，然后用棉线将大鼠两上门齿固定于实验板上。如做大鼠尾静脉注射，可将大鼠置于固定器内，使鼠尾留在外面进行操作。,固定板固定大鼠,豚鼠的抓取与固定,家兔的抓取,Which is wrong?,兔头固定,台式固定,手持固定,5、犬(dog)的抓取与固定 经过驯服的犬抓取是很方便的，而未经驯服的犬抓取时，要用特制的钳式长柄犬夹夹住颈部，使犬头向上，颈部拉直，再套上犬链。急性实验用犬，可用犬夹夹住犬颈部后,将它压倒在地，由助手将其四肢固定好。,犬嘴的捆

11、绑方法,狗的头部固定器,手术台固定,抓取猪时，一人从背后紧抓猪的两耳将其提起，使其臀部着地，两腿膝部合拢将其躯干夹住。,猪的抓取与固定,小猪的抓取,带柄绳套及其用法,三角架固定,固定带悬吊固定,猪固定带,实验中如需从猪静脉取血、注射或输液时，或要在猪腹部或颈部操作时，可将猪仰放在“V“字型槽内进行固定，也可用木制三角固定架和帆布吊兜来固定小型猪。,马的六柱栏保定,马的二柱栏保定,提拉前肢倒牛法,一条绳倒牛法,旋转式尾栏挤压笼,十字军式挤压笼,三、实验动物的被毛去除技术,动物被毛去除方法有拔毛法、剪毛法、剃毛法和脱毛法等。（一）拔毛法一般适用于大鼠、小鼠、鸡、家兔、羊和狗的体表静脉采血、皮下和腹

12、腔注射或动、静脉穿刺等实验。（二）剪毛法将动物固定后，先用湿纱布蘸湿被毛，用一只手绷紧局部皮肤，另一只手用剪毛剪紧贴动物皮肤，依次将所需部位被毛剪去。剪毛时切忌提起被毛。此法适用于皮肤实验或外科手术实验。,三、实验动物的被毛去除技术,（三）剃毛法剃毛法常用于大动物手术区域皮肤的术前准备。适用于皮肤实验或外科手术实验，尤其是大动物慢性手术时常用。（四）脱毛剂法一般常用于大动物作无菌手术的术野准备或观察动物皮肤血液循环和病理变化时。具体方法：先剪短脱毛区被毛，用棉球或纱布蘸取脱毛剂涂一薄层，23分钟后用温水洗去脱落的被毛，纱布擦干局部，涂一层凡士林即可。常用的脱毛剂是硫化钠，与不同成分组成配方使用

13、。,四、实验动物给药技术,（一）经口给药（Oral administration）拌料饲喂灌胃（二）注射法（injection)皮内注射(intracutaneous injection)皮下注射(Subcutaneous injection)腹腔注射(intraperitoneal injection)肌内注射(intramuscular injection)静脉注射(intravenous injection)（三）吸入给药（四）滴鼻点眼接种（五）豚鼠或小鼠的角膜注射法,（一）经口给药,经口给药是最常用、最方便而且较安全的给药法。适宜于将药物经口服后，药物被胃肠道吸收入血，起到局部或全身的

14、作用，以达到防治和诊断疾病的目的。方法包括拌料饲喂和灌胃给服两种。,胃内灌注法(stomach perfusion),大鼠与小鼠的胃内灌注：大鼠用左手拇指和食指固定头部和一侧前肢，中指和无名指固定另一肢；小鼠用拇指和食指固定头部，中指固定一侧前肢，无名指和小指固定住一侧后肢。使动物腹部朝上，头部向上有一个倾斜度。固定好动物后，右手持注射器，使灌胃针头沿着鼠嘴侧角通过食管进入胃内，即可灌注，如很通畅，则说明针头确已进入胃内；如果不通畅，动物挣扎或者发生呕吐，则表示针头没有进入胃内，应将针头拔出重操作。,小鼠灌胃方法,大鼠灌胃方法,符合良好操作规范的各种实验动物的一次给药量,（二）注射(injec

15、tion),皮内注射是将药液注入动物皮肤的表皮和真皮之间。常用于免疫评价、炎症和敏感性应答等试验。注射时，皮内注射针头的孔朝上与皮肤平行刺入皮内(表皮与真皮之间)，然后推液。兔、豚鼠和大鼠的皮内注射部位均为背部脊柱两侧的皮肤。根据皮肤的厚度，注射量为0.05 mL 0.1 mL。,1 皮内注射(Intracutaneous injection),（二）注射(injection),实验者用左手拇指和食指轻轻提起皮肤，右手持注射器将针头斜刺入皮下(真皮下)，以能轻松摆动针头为准。轻抽无回血后，可将药液缓慢注入。注射后形成的小泡因为皮下组织疏松而很快消失。一般选择后肢大腿外侧、颈背部或下腹部腹中线对

16、侧皮下等皮下脂肪较少的部位。,2 皮下注射(Subcutaneous injection),（二）注射,进行大鼠、小鼠腹腔注射时，实验者可先用左手抓取和保定动物，使其腹部向上，头略低于尾部，右手持注射器在腹部的下l/3处靠近腹中线的两侧，朝头方向平行刺入皮肤0.5cm1cm，再把针竖起呈45穿过腹肌和腹膜进入腹腔，此时应没有阻力感，然后固定针头，缓慢地注入药液。注射量：大鼠、小鼠,0.51ml，豚鼠、兔,5m1。,3 腹腔注射(intraperitoneal injection),（二）注射(injection),动物的肌内注射给药，可选择肌肉丰满、内无大血管经过的部位注射，一般选择臀部。大鼠

17、、小鼠等小动物常选择大腿外侧肌肉部位。注射时，将针头呈90角迅速刺入肌肉，回抽无血即可注入药液。用药量不超过0.1ml/10g体重。肌内注射一般每只实验动物每日不宜超过两个注射部位。,4 肌内注射(intramuscular injection),（二）注射(injection),是将药液直接推入静脉管内，在动物实验中经常使用。静脉注射可分为静脉推注、缓慢的静脉注射和静脉输液。不同的实验动进行静脉注射的方法不同。,5 静脉注射(intravenous injection),用透明玻璃塑料容器扣住大鼠或小鼠，置于试验台边缘，使尾巴外露。用75%酒精棉球反复擦拭尾部，或于50C左右温水中浸泡鼠尾几

18、分钟，使尾静脉血管扩张。然后，左手拇指和食指捏住尾部两侧，使静脉更为充盈，中指从下面托起尾巴，以无名指夹住尾梢；右手持注射器（4号针头）与尾平行，从尾巴下1/4处刺入。若注射器回抽见血，推进时无阻力，且无白色皮丘出现，说明针头已刺入血管，即可缓慢注入药液。注射量：一般为0.5ml为宜。,小鼠、大鼠尾静脉注射,如出现尾部发白、皮下出血或肿胀，同时注射阻力增大，则应立即停止注射，按次序向尾根部移动，重新选择血管位置进行注射。注射完毕马上拔出针头，用干棉球压迫止血。注射前应确认针头针筒内无气泡注意：操作术式？,小鼠、大鼠尾静脉注射,将兔置固定盒内或由助手固定好动物，操作者将注射部位的毛拔去并用酒精棉

19、轻轻擦拭耳部外缘，静脉即明显可见。先由耳尖部静脉注射，若失败，再逐步向耳根移动重新注射。注射完毕抽出针头时，应压迫针孔，避免出血。,兔耳静脉注射,其他静脉注射 方法：鸡的静脉注射 豚鼠静脉注射 犬静脉注射 猪耳静脉注射 马的静脉注射牛的静脉注射,（二）注射(injection),脚掌注射 脑腔注射,（详见兽医实验动物学第十章第二节“动物实验操作技术”）,（三）吸入给药,吸入给药是非注射给药的重要方法，能将药物直接输送到上呼吸道，或者肺部病灶区，并减少在其他组织的分布，同时也是跨越肺黏膜屏障进行非侵入全身给药的重要途径。吸入给药主要采用喷雾方法。,（四）滴鼻点眼接种,鸡的滴鼻、点眼其他动物的鼻内

20、或点眼接种接种量：小鼠 0.030.05ml；大鼠 0.050.1ml；豚鼠和兔可达2ml.,（五）豚鼠或小鼠的角膜注射,涂擦、划痕、浸泡等研究对皮肤、黏膜的吸收、致敏、光感等；直肠给药对兔、犬、猫、猪等动物。,（六）其他给药方法,豚鼠经局部麻醉后平卧，左眼朝上并固定好。操作者手持注射器，针头由角巩膜连接处的眼球顶部斜刺入，用力刺入角膜约为3mm深。由于眼球的转动，角膜可转到下眼睑内，达到要求深度后即可推液，注入量5l。,五、实验动物麻醉技术(anesthetics),利用物理或化学的方法，使动物的全身或局部暂时失去痛觉或痛觉迟钝，以减轻动物痛苦，减少动物挣扎，使实验操作得以顺利进行，这就是动

21、物的麻醉技术(anesthesia)。动物的麻醉有全身麻醉、局部麻醉、针刺麻醉、复合麻醉、低温麻醉等多种方法，一般实验常选择全身麻醉法和局部麻醉法。,（一）局部麻醉,局部麻醉的方法有局部浸润麻醉、表面麻醉和神经阻断麻醉等。常用局部麻醉剂有盐酸普鲁卡因和利多卡因。这两种麻醉剂的常用浓度均为0.51。注药时应避免将麻醉剂误注入血管。,普鲁卡因是一种无刺激性的快速局部麻醉剂，对皮肤和黏膜的穿透力较弱，需注射给药才能产生局部麻醉作用。注射后l3分钟内产生麻醉，可维持3045分钟。利多卡因的局部麻醉作用比普鲁卡因强10倍，但毒性也比前者强，常用于表面、浸润、传导麻醉和硬脊膜外腔麻醉。利多卡因能穿透黏膜，

22、作用迅速，13分钟生效，持续6090分钟。黏膜麻醉、鼻、咽喉表面麻醉时也可用2%盐酸可卡因。在进行兔眼球手术时，于结膜囊滴入0.02%盐酸可卡因溶液，数秒钟即可达到麻醉效果。,（二）全身麻醉,全身麻醉常用于较深部位或较大的手术时。麻醉药作用于中枢神经系统（脑和脊髓），使其被抑制而呈现出意识消失、全身无疼痛感。常用的全身麻醉方法有吸入麻醉和注射麻醉两类。吸入麻醉常用药物有乙醚、氯仿和氟烷类等挥发性麻醉药。非吸入麻醉法（注射麻醉）常用药物有戊巴比妥钠、硫喷妥钠、乌拉坦、水合氯醛等麻醉药。,（二）全身麻醉,1 全身麻醉前的准备全身麻醉前的准备工作包括麻醉药物与器械的准备、麻醉药剂量的准确计算、麻醉中

23、毒解救药物的预备等。哺乳类实验动物和鸟类动物麻醉前应禁食10小时l2小时；大型反刍类动物麻醉前空腹时间应长至36小时48小时。,（二）全身麻醉,2 吸入麻醉吸入麻醉是用挥发性麻醉剂或气体麻醉剂使动物吸入体内，达到麻醉的效果。多选用乙醚，适用于大鼠、小鼠和豚鼠等小动物。其他常用的气体麻醉剂有氯仿、氟脘、甲氧氟脘、环丙烷、一氧化氮等。具体方法：（略）。在使用乙醚时应注意，乙醚易燃易爆，使用时应远离火源。,（二）全身麻醉,3 注射麻醉注射麻醉的方法有静脉注射、肌内注射、皮下注射和腹腔注射，其中腹腔和静脉注射麻醉在实验室最常采用。常用的麻醉药有戊巴比妥钠、硫喷妥钠（戊硫巴比妥钠）、水合氯醛、盐酸氯胺酮

24、等。在腹腔和静脉麻醉时，一定控制药物的浓度和注射量。,动物种类与麻醉方法的选择：动物的种类不同，选择麻醉方法也不尽相同。比如腹腔注射麻醉多用于大鼠、小鼠和豚鼠；而对兔、犬、羊、猴等动物则多用静脉注射麻醉。实验类型与麻醉方法的选择：若实验时间短，可以给予吸入性麻醉或短效静脉麻醉等。若实验时间很长，选择静脉输液连续麻醉比选择肌肉和腹腔注射麻醉更好。因为静脉麻醉可以根据实验时间的长短继续给药，延长麻醉时间。,（三）常用的麻醉剂,动物实验中常用的麻醉剂分为三类，即挥发性麻醉剂、非挥发性麻醉剂和中药麻醉剂。常用实验动物全身麻醉药的用法与用量见下表。,常用麻醉药的用法与用量麻醉药名 适用动物 给药途径 剂

25、量(mg/kg)常配浓度(%)用药量(ml/kg)麻醉维持时间 戊巴比 犬,猫,兔 静脉 30 3 1.0 24h,中途加 妥钠 腹腔 4050 3 1.41.7 1/5量，可多 豚鼠 腹腔 40 50 2 2.02.5 维持1h以上 大小鼠 腹腔 45 2 2.3 鸟类 肌肉 50100 2 2.55.0 氨基甲 犬,猫,兔 腹腔,静脉 7501000 25 34 24h,主要适 酸乙酯 豚鼠 肌肉 1350 20 7.0 用于小动物。(乌拉坦)大,小鼠 肌肉 1350 20 7.0 有时可降低血 鸟类 肌肉 1250 20 6.3 压 蛙类 皮下淋巴囊 2000mg/kg 20 23ml/

26、只 或400600mg/只 异戊 犬,猫,兔 静脉 4050 5 0.81.0 巴比妥 肌肉,腹腔 80100 10 0.81.0 鼠类 直肠 100 10 1.0 4-6h 腹腔 100 10 1.0 硫喷妥钠 犬,猫,兔 静脉,腹腔 2550 2 1.32.5 1530分,效力 大白鼠 静脉,腹腔 50100 1 5.010 强,宜慢注射 氯仿 各种动物 吸入*实验过程中一直要吸入麻醉药维持，毒性大 乙醚 各种动物 气管内插管吸入*实验中一直要吸入麻醉药维持,（四）麻醉深度的判定和麻醉后动物护理,麻醉深度常用判定指标(judge index)轻度麻醉 中度麻醉（最佳麻醉）深度麻醉呼吸表现

27、不规则，由痛反射 规则的胸腹式呼吸,呼吸 腹式呼吸,换气量 可致呼吸数 数、换气量 明显循环表现 心率，血压 血压、心率一定 心率，血压 由痛反射可致心率眼的表现 有眼球运动,眼睑,对光 眼球置中央或靠近中央,眼睑对光,角膜反射 反射眼球向内下方,瞳 眼睑反射迟钝,对光反射 消失瞳孔散大,角膜 孔收缩,结膜露出,流泪 亦迟钝，瞳孔稍开大 干燥口腔反射 尚有咽下、喉头反射 无 无肌松弛 有 腹肌明显 腹肌异常运动其他表现 流涎、出汗，分泌多，内脏牵引引起的迷走神 排便、排尿 经反射，收缩反射消失,六、实验动物各种体液的采集方法body fluid acquisition,（一）血液的采集(Blo

28、od collection)重点讲述！（二）尿液的采集（三）淋巴液的采集（四）胸、腹腔液采集方法（五）消化液采集方法（六）脑脊液和骨髓的采集（七）精液的采集方法（八）阴道内液体的采集,（一）血液的采集,表 常用试验动物的总血液量和推荐的最大采血量,（一）血液的采集,鼠尾静脉采血法 将鼠置于固定盒内，固定好，露出鼠尾用手轻揉或用温水(45左右)加温，也可用二甲苯涂擦鼠尾，使尾静脉充血后，用剪刀剪去尾尖，尾静脉血即可流出，用手轻轻的从尾根部向尾尖部推挤，即可收集到少量血液。,小鼠的摘眼球采血,小鼠的静脉窦采血及静脉窦采血管制作,移液器1ml枪头，在酒精灯火焰上边烤边拉伸，使枪头末端孔径约为0.51

29、mm，然后用剪刀在孔径约1mm处以45角剪断，即成为自制的静脉窦采血管。,大鼠后眼眶静脉丛采血法,穿刺部位是在眼球和眼眶后界之间的后眼眶静脉丛。用10可卡因局部麻醉。,小鼠心内取血方法,兔的心脏采血,兔的心脏采血和耳边沿静脉采血,羊的颈静脉采血,猪前腔静脉采血,牛颈静脉采血,马、骡、驴颈静脉采血,驴颈静脉采血,鸡的翼根静脉采血,二人操作：助手用左手抓住禽脚，右手将两翅翻起并高举固定，暴露出翅内侧，拔去腋窝部羽毛后即可见一根较粗的翼根静脉。采血者手持注射器由翼根向翅膀方向平行刺入静脉，见血液回流，慢慢回抽针芯即可。一般可采血10 ml左右。在操作时，进针不宜过深，以免刺穿血管使皮下很快淤血水肿，

30、导致采血不成功。单人操作：用左手翻转禽翅并固定，使禽保持站立姿势，同时按压翅根，使静脉怒张；右手在拔毛和消毒腋窝皮肤后，持大号注射器针头以约30角沿血管平行方向，刺破翼根静脉，待有血液流出后，用塑料采血管或加抗凝剂的离心管收集至所需血量。少量采血时适用；可采集至35 ml左右。,鸡的心脏采血,采集雏禽血及需要血量较多时可用此法。操作时，助手固定两翅及两脚，右侧卧保定，在胸骨脊前端至背部下凹处连线1/2处或稍前方可触及明显的心脏搏动，此即心脏穿刺部位。消毒此处皮肤后，采血者手持7号采血器垂直刺入2 cm3 cm，见到血液流入针管即可。该法易使家禽因失血过多而死亡，在常规免疫监测中较少使用。,禽的

31、采血,翅静脉血管瘘采血（略）颈静脉采血（略）跖骨内侧静脉采血（略）,（二）尿液采集(Urine collection),常用尿液采集的方法有3种：用代谢笼收集采尿，但易为粪便污染和尿蒸发，尿量不准确；强制排尿法，按压两侧腰背部或轻压膀胱，如不成功可用细小导尿管或塑料管缓慢插入尿道至膀胱进行导尿；采用无菌手术法，制造输尿管瘘和膀胱瘘，可长期采集尿液。,七、实验动物安乐死技术,当实验中途停止或结束时，应根据实验目的和实验需要，对实验动物选择不同的处死（execution）方法。处死实验动物时，实验人员应以实验动物福利（animal welfare）及符合伦理的原则，以人道的方法去处置动物，即实施安

32、乐死技术（euthanasia）。安乐死技术是指用公众认可的、人道主义的方法处死动物，即在不影响动物实验结果的前提下，使实验动物在没有惊恐或焦虑的情况下而安静、无痛苦地在短时间内死去。,七、实验动物安乐死技术,蛙类(frog)：常用金属探针插入枕骨大孔，破坏脑脊髓的方法处死。大鼠和小鼠(rat and mouse)：脊椎脱臼法：右手抓住鼠尾用力向后拉，同时左侧拇指与食指用力向下按住鼠头，将脊髓与脑髓拉断，鼠便立即死亡。,温血动物的安乐死方法（物理法）,注：NR=不提倡；A=可接受,温血动物的安乐死方法（气体吸入法）,注：NR=不提倡；A=可接受,温血动物的安乐死方法（非吸入药物法）,八、尸体剖检及脏器标本采集原则及检验方法,（一）实验动物的尸体剖检与标本采集1 尸体剖检的一般程序和原则2 猪的剖检及脏器与组织标本采集3 鸡的尸体剖检与标本采集（二）组织病理学检查1 脏器标本的采集数量2 待检标本的处理与检查,（详见兽医实验动物学第十章第二节“动物实验操作技术”）,Thank you for your attention！,